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V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017evaporar este disolvente se obtuvieron 25 g y 18 g de extractos metanolicos de nardo yagave respectivamente.Resultados y DiscusiónSe determinaron los espectros de Resonancia Magnética Nuclear de 1H (RMN de 1H) a400 MHz de los extractos preparados de bulbos de nardo y piñas de agave tequilero,empleando cloroformo deuterado (CDCl3) como disolvente y adicionando Tetrametilsilano(TMS) como referencia interna. Dichos espectros fueron comparados con el respectivoespectro de RMN de 1H de una feromona comercial empleada para controlar la plaga delpicudo de la empresa Sigma-Aldrich México (Figura 1), aunque todos los espectrosmostraron similitudes en señales, especialmente el espectro de CH2Cl2 de los bulbos denardo mostraron la mejor similitud, observándose señales en 4.1 ppm para el hidrogenobase de un alcohol, protones vinílicos o de alquenos entre 5 y 6 ppm (Silverstein et al.,2005), como el del producto comercial empleado como feromona del picudo. Por otrolado, es observable que dentro del residuo del matraz de evaporación del extracto deCH2Cl2 de bulbos de nardo, se encontraron atrapados insectos muertos, lo que indica unaprueba interesante de éxito previo al evaluar en campo la actividad atrayente a insectosde los extractos preparados.Figura 1.- Espectros de Resonancia Magnética Nuclear de 1H (RMN de 1H) a 400 MHzde, A) una feromona comercial y B) del extracto de CH2Cl2 de los bulbos de nardoConclusionesSe prepararon los extractos orgánicos de bulbos de nardo y piñas de agave tequilero, sedeterminaron los espectros de Resonancia Magnética Nuclear de 1H de los seis extractosy el de CH2Cl2 de los bulbos de nardo fue el de mayor similitud con el de la feromonade un producto comercial empleado para atraer al picudo. Se observó que este mismoextracto mostro actividad atrayente de insectos, lo que significa una predisposicióninteresante al evaluar los extractos de nardo en campo.Literatura CitadaBolaños, T.A.; Velázquez, E.P.; Hernández, U.Á.; Gamboa, J.R.D. 2014. Host plants of the agave weevil scyphophorus acupunctatus (Gyllenhal) (Coleoptera: Curculionidae) in Oaxaca, Mexico. Southwestern Entomologist. 39 (1), pp. 163-169.Silverstein, R.M.; Webster, F.X.; Kiemle, D.J. 2005.Spectrometric identification of organic compounds. 7th Ed. John Wiley & Sons, Inc. USA, pp. 188-192.Valdés-Estrada, M.E.; Aldana-Llanos, L.; Salinas-Sánchez, D.O.; Hernández-Reyes, M.C.; Valladares-Cisneros, M.G. 2016. Toxicity of Plant Extracts to Scyphophorus acupunctatus (Coleoptera: Curculionidae). Florida Entomologist. 99 (2), pp. 226-230.Valdés E, Ma.E.; Aldana, LL. L.; Figueroa, B. R.; Hernández, R.M.C.; Chavelas, M. T. 2005. Trapping of Scyphophorus acupunctatus (Coleoptera:Curculionidae) with two Natural baits in a field of Polianthes tuberosa (Liliales:Agavaceae) in the state of Morelos, México. Florida Entomologist. 88 (3), pp. 338-340.Sesión de carteles 522

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 ACCIÓN FUNGISTÁTICA DE Trichoderma spp., CONTRA Colletotrichum gloeosporioides (Penz.)Vargas H., M. 1; Ayvar S., S.2; Díaz N., J. F.1; Mena B., A.1; Tejeda R., M. A. 1; Gatica G., J.1;1Universidad Autónoma Chapingo, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CEP-CSAEGro). Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. Correo: [email protected]ónEl cultivo del aguacate presenta diversos tipos de plagas y enfermedades durante su vida,provocando los mayores impactos negativos las enfermedades que se presentan durantela floración y fructificación. Una de las enfermedades que causan decrementos en laproducción, rentabilidad y calidad de frutos, es la antracnosis, que se caracteriza por elhundimiento necrosado del tejido (Freeman et al., 2000); por su parte, Landero et al.(2016) mencionan que el agente causal de esta enfermedad es Colletotrichumgloeosporioides (Penz.) y que puede ocasionar pérdidas hasta del 100% de las cosechas.Los agroquímicos, son la principal defensa que utilizan los productores para disminuir laspérdidas ocasionadas por esta enfermedad; sin embargo, su uso indiscriminado traeconsecuencias negativas en la salud de productores y consumidores, en los mantosfreáticos, entre otras. Por lo anterior el objetivo de esta investigación fue probar laefectividad de cepas de Trichoderma spp. en la inhibición del crecimiento miceliar de C.gloesporioides y que sirva como base para investigaciones posteriores para combatir deuna manera sustentable esta problemática fitosanitaria.Materiales y MétodosLa investigación se desarrolló en el laboratorio de fitopatología del CEP-CSAEGro. Elpatógeno se aisló de hojas de aguacate con síntomas de antracnosis en un prediocomercial de Apanguito, municipio de Atenango del rio, Guerrero. El patógeno purificadose identificó como Colletotrichum gloesporioides Penz con base a las claves de Barnett yHunter (1997). Se probaron los siguientes tratamientos: T1: Testigo, T2: Trichoderma sp.(Cepa nativa de Apanguito), T3: T. virens, T4: T. harzianum y T5: T. asperellum (CepaCSAEGro-1); mismos que se arreglaron en un diseño experimental completamente al azarcon 4 repeticiones. Para la obtención de los metabolitos de las especies de Trichodermaspp. se utilizó la técnica del papel celofán descrita por Patil et al. (2014). Se midió cada24 horas el crecimiento miceliar del patógeno y se calculó el porcentaje de inhibición enlas colonias fungosas del patógeno (Patil et al., 2014). A los datos se les aplicó unanálisis de varianza y comparación múltiple de medias por el método de Tukey con nivelde significancia del 5%, usando el software SAS (2015).Resultados y DiscusiónEl análisis de varianza mostró evidencias altamente significativas (P<0.0001) en cuanto ala inhibición del crecimiento miceliar de colonias del patógeno, destacándose el tratamiento2: Trichoderma sp. (cepa nativa de Apanguito) que inhibió 43.45% a C. gloesporioides,seguido del tratamiento 3: T. virens con 42.67% de inhibición y los tratamientos 4 y 5con un promedio de 36.89% cada uno (Figura 1). En un estudio in vitro, Gaviria et al.(2013) encontraron que T. lignorum y T. harzianum inhibieron a C. gloesporioides el 61Sesión de carteles 523

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017y 65% respectivamente. Esta capacidad de suprimir el crecimiento se debe a que lasespecies de Trichoderma spp. producen enzimas como quitinasas y betaglucanasas quedescomponen la celulosa de las paredes celulares de los hongos (Chet, 1987). 50 43.45 A 42.67 B 45 40 36.89 C 36.89 CPorcentaje 35 30 25 20 15 10 5 0D 0 T2 T3 T4 T5 T1 TratamientosFigura 1. Promedios del porcentaje de inhibición del crecimiento miceliar de Colletotrichumgloesporioides por los metabolitos de Trichoderma spp. T1: Testigo, T2: Trichoderma sp.(Apanguito), T3: T. virens, T4: T. harzianum y T5: T. asperellum.ConclusiónSe identificó a Colletotrichum gloesporioides Penz como el agente causal de la antracnosisdel aguacate y se encontró que todas las cepas utilizadas ejercen acción fungistáticasobre el patógeno. La cepa nativa de Trichoderma sp. de Apanguito fue la mejor para elcontrol de C. gloesporioides.Literatura CitadaBarnett, H. L. y Hunter, B. 1997. Illustrated general of imperfect fungi. Third edition.Burgess Publishing Company. Minneapolis, USA. 241 p.Chet, I. 1987. Trichoderma application, mode of action and a potential as a biocontrolagent of soil born plant pathogenic fungi. In: Chet, I. (eds). Innovative approachesto plant disease control. John Wiley and Sons, Inc. New York. EE.UU. pp.137-160.Freeman, S.; Minz, D.; Jurkevitch, E.; Maymon, M. y Shabi, E. 2000. Molecular analysesof Colletotrichum species from almond and other fruits. Phytopathology, Saint Paul,90(6): 608-614.Gaviria, H. V.; Patiño, H. L. F. y Saldarriaga C. A. 2013. Evaluación in vitro de fungicidascomerciales para el control de Colletotrichum spp., en mora de castilla. Corpoica.Ciencia y Tecnologia. 14(1): 67-75.Landero, V. N.; Lara, V. F. M.; Andrade, H. P.; Aguilar, P. L. A. y Rodríguez, G. J. A.2016. Alternativas para el control de Colletotrichum spp. Revista Agrícola. 7(5):1189-1198.Patil, N. N.; Waghmo, M. S.; Gaikwad, P. S.; Gajbhiye, M. H.; Gunjal, A. B.; Nawani, N.;Kapadnis, B. P. 2014. Potential of Microbispora sp. V2 as biocontrol agent againstSclerotium rolfsii, the causative agent of southern blight of Zea mays L. (Babycorn)-in vitro studies. Indian Journal of Experimental Biology 52(1): 1147-1151.Statistical Analysis System (SAS Institute). 2015. SAS Inc. SAS user´s guide: Statistics.Release 6.4 Ed. SAS Institute Incorporation, Cary, N.C. USA.Sesión de carteles 524

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 EXTRACTOS VEGETALES COMO NEMATICIDAS DE Meloidogyne incognita (Kofoid & White) CHITWOOD EN MELÓN Vargas, H., M.1; Ayvar, S., S.2; Díaz, N., J. F.1; Mena, B., A.2; Ponce, E., L.2.1Universidad Autónoma Chapingo, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero. Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. Correo: [email protected]ónMeloidogyne incognita, constituye uno de los mayores problemas para las plantas cultivadasen el mundo debido a las pérdidas económicas que produce, su distribución mundial ysu extenso grupo de hospederos; que según Agrios (2005) incluyen a la mayoría de loscultivos; Martínez et al. (2006) mencionan que estos nematodos en general ocasionandaños cuando su población en el suelo se incrementa como consecuencia del monocultivoy de un manejo deficiente de los cultivos. Su importancia económica se debe a que suinfección puede representar una pérdida de producción desde un 10-15% hasta unapérdida total de la cosecha si no se le da un manejo adecuado al cultivo. Tradicionalmentese han venido usando plaguicidas químicos para erradicar o disminuir las poblaciones deeste nematodo, haciendo un uso irracional de una amplia gama de nematicidas químicosque si bien tienen buenos resultados en el control de los nematodos tienen un impactonegativo sobre los organismos benéficos habitantes del suelo; también son responsablesde causar un impacto nocivo sobre la salud humana y sobre el medio ambiente engeneral. El uso de extractos de plantas con propiedades antimicrobianas es una alternativaque ayuda a disminuir las aplicaciones de plaguicidas químicos. El objetivo de este estudiofue evaluar en condiciones protegidas la efectividad de dos extractos vegetales sobrehuevecillos y larvas de Meloidogyne incognita en plantas de melón.Materiales y MétodosLa presente investigación se llevó a cabo en el CEP-CSAEGro. El inóculo del nematodofue proporcionado por el laboratorio de Fitopatología de la institución mencionada. Seprobaron los siguientes tratamientos: T1: Testigo absoluto, T2: Meloidogyne incognita (M.i.),T3: Azadiractina (KillNeem), T4: M.i. + Azadiractina, T5: Extracto de ajo (Allium liquido®),y T6: M.i. + Extracto de ajo; Los cuales se arreglaron en un diseño completamente alazar con 4 repeticiones. La unidad experimental fue una bolsa de polietileno de 22×15cm con 2.5 Kg de sustrato (tierra lama + composta 2:1); el sustrato se esterilizó siguiendola metodología descrita por Arreola et al. (2014) Se inocularon 5,500 huevecillos delnematodo por maceta a 4 cm de profundidad a los 15 días después de la siembra(d.d.s.), los extractos se aplicaron a los 35, 43 y 50 d.d.s. Se evaluaron las variables:Número de huevecillos y número de larvas en 100 g de suelo, siguiendo la metodologíade Hussey y Barker (1973). A los datos obtenidos se les aplicó un análisis de varianzay una comparación múltiple de medias por el método de Tukey con nivel de significanciaal 5%, usando el software SAS.Sesión de carteles 525

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017Resultados y DiscusiónSe encontraron evidencias altamente significativas (P<0.0001), de que las aplicacionesrealizadas de Azadiractina y extracto de ajo ejercieron acción nematicida sobre Meloidogyneincognita (Figura 1). Arreola et al. (2014) en un estudio similar encontraron que el extractode ajo disminuyó la reproducción de Meloidogyne incognita en plantas de chile habanero,resultados congruentes a los encontrados en la presente investigación en ambas variablesde estudio.45 25 21 a 38 a 2040 153530 102520 5 3 b 3.25 b15 0c 0c 0c10 7 b 8.5 b 0 5 0c 0c 0c T1 T2 T3 T4 T5 T6 0 Tratamientos T1 T2 T3 T4 T5 T6 TratamientosNúmero de huevecillos Número de larvasFigura 1. Promedios del número de huevecillos y larvas en raíces y suelo cultivado conMelón “Cantaloupe”. T1: Testigo absoluto, T2: Meloidogyne incognita (M.i.), T3: Azadiractina(KillNeem), T4: M.i. + Azadiractina, T5: Extracto de ajo (Allium liquido®), y T6: M.i. +Extracto de ajo.ConclusionesLa azadiractina y el extracto acuoso de Allium sativum, en dosis de 7.5 mL/L y 15mL/Lde agua, respectivamente, son capaces de detener la producción de huevecillos y larvasde Meloidogyne incognita en plantas de melón.Literatura CitadaAgrios, G. N. (2005). Fitopatología 5° ed. Ed. Limusa, México. 756pp.Arreola L. É., Ayvar S. S., Mena B. A. y Díaz N. J. F. (2014). Efecto de extractos Neem, Ajo, Cebolla y Cempasúchil sobre Chile habanero inoculado con Meloidogyne incognita (Chit.) Kof. Foro de Estudios sobre Guerrero. 1-2:13-18.Hussey, R. S. y Barker, K. R. (1973). A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp., including a new technique. Plant disease Reporter 57:1025-8.Martínez G. E., Barrios S. G., Rovesti L. y Santos P. R. (2006). Manejo integrado de plagas. Manual Práctico. Centro Nacional de Sanidad Vegetal (CNSV), Cuba.Sesión de carteles 526

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 CAPACIDAD ANTAGÓNICA in vitro DE Trichoderma spp. CONTRA Passalora fulva BRAUN & CROUS Díaz-Nájera, J. F.1; Ayvar-Serna, S.2; Flores-Yáñez, J. A.2; Román-Hidalgo, M. 2. 1Universidad Autónoma Chapingo, Dpto. de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CEP-CSAEGro). Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. Correo: [email protected]ónPassalora fulva (sin. Cladosporium fulvum) (Braun y Crous, 2003) es el agente causal delmoho de la hoja del tomate (Physalis ixocarpa Brot.), aunque también puede afectar tallos,flores, peciolos y frutas, causa marchitez, defoliación y en casos graves la muerte delhospedante (Jones et al., 1997), por su parte Sánchez (2014) menciona que estefitopatógeno puede ser más severo en los sistemas de producción bajo condiciones deinvernadero, ocasionando grandes pérdidas económicas a los productores.Convencionalmente se han utilizado moléculas químicas para el control de estaproblemática debido a que su uso resulta eficaz a corto plazo, por lo contrario, su usono garantiza la inocuidad de los productos alimentarios, además puede causarcontaminación al medio ambiente y generar resistencia en cepas del patógeno (Gisi ySierotzki, 2008). Es en base a lo mencionado anteriormente, que el objetivo de estainvestigación fue probar la capacidad antagónica de diferentes cepas de Trichoderma spp.contra Passalora fulva para generar información que sea de utilidad en un manejosustentable de esta problemática fitosanitaria.Materiales y MétodosEl experimento se desarrolló en el laboratorio de Fitopatología del CEP-CSAEGro. Elpatógeno fue aislado a partir de foliolos de jitomate de un predio comercial establecidoen Acayahualco, municipio de Tepecoacuilco de Trujano, Guerrero. se purifico y seidentificó en base a las claves descritas por Verdu (1986). Se probaron los siguientestratamientos: T1: Testigo, T2: Trichoderma sp. (Cepa nativa de Acayahualco), T3: T.asperellum (CEP), T4: T. harzianum y T5: T. virens; los cuales quedaron distribuido enun diseño completamente al azar con 4 repeticiones, la unidad experimental estuvoformada por una caja de Petri de 9 cm de diámetro, con 20 mL de Papa Dextrosa Agar(PDA) más los metabolitos secundarios de Trichoderma. Para extraer los metabolitos delhongo antagonista se utilizó la técnica del papel celofán y se calculó el porcentaje decrecimiento e inhibición de las colonias del patógeno (Patil et al., 2014). Los datosobtenidos de las variables se sometieron a un análisis de varianza y una prueba decomparación múltiple de medias por Tukey (α≤0.05) (SAS, 2015).Resultados y DiscusiónExistieron evidencias altamente significativas (P>.0001) de que los metabolitos secundariosde las cepas de Trichoderma spp. empleadas disminuyeron el crecimiento miceliar dePassalora fulva, destacándose T. asperellum (CEP) inhibiendo un 94.4 % el crecimientomiceliar de P. fulva, seguida por Trichoderma sp. (NATIVO) y T. harzianum con el 61.4y 41.4 % de inhibición respectivamente (Figura 1).Torres et al. (2007) en un ensayo realizado a nivel in vitro de cultivos apareados deTrichoderma spp. contra Cladosporium fulvum, encontraron que Trichoderma viridae, T.harzianum y T. virens ejercieron un 100% de efecto antagonista contra C. fulvum a las120 horas de que estos fueron sembrados y a una temperatura de 28°C, con esto seSesión de carteles 527

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017comprueba que tanto los metabolitos secundarios de Trichoderma spp. así como su efectoantagonista ejercen un excelente control sobre P. fulva (sin. Cladosporium fulvum). % de crecimiento % de inhibiciónPorcentaje 120 94.4 A 100 A 100 80 68.1 B 61.4 B 60 58.6 B 41.4 C 38.6 C 40 31.9 C 20 5.6 D 0D Tratamientos 0 15423Figura 1. Porcentaje de crecimiento e inhibición de las colonias de Passalora fulva. T1:Testigo; T2: Trichoderma sp. (Cepa nativa de Acayahualco); T3: T. asperellum (CEP); T4:T. harzianum y T5: T. virens.ConclusiónSe identificó morfológicamente al hongo Passalora fulva como el agente causal del mohode las hojas del tomate (Physalis ixocarpa Brot.), y se encontró que T. asperellum (CEP)y Trichoderma sp. (Cepa nativa de Acayahualco), lograron disminuir el crecimiento fungosoin vitro del patógeno.Literatura CitadaBraun, U.; Crous, P. W.; Dugan, F.; Groenewald, J. Z. and de Hoog, G. S. 2003. Phylogeny and taxonomy of Cladosporium-like hyphomycetes, including Davidiella gen. nov., the teleomorph of Cladosporium s. str. Mycological progress. 2(1): 3-18.Gisi, U. and Sierotzki, H. 2008. Fungicide modes of action and resistance in downy mildews. European Journal of Plant Pathology. 122:157-167.Jones, J.B.; Jones, J.P.; Stall, R.E. and Zitter, T.A. 1997. Compendium of Tomato Diseases. St. Paul, MN: APS PressPatil, N. N.; Waghmo, M. S.; Gaikwad, P. S.; Gajbhiye, M. H.; Gunjal, A. B.; Nawani, N.; Kapadnis, B. P. 2014. Potential of Microbispora sp. V2 as biocontrol agent against Sclerotium rolfsii, the causative agent of southern blight of Zea mays L. (Baby corn)-in vitro studies. Indian Journal of Experimental Biology 52(1): 1147-1151.Statistical Analysis System (SAS Institute). 2015. SAS Inc. SAS user´s guide: Statistics. Relase 6.03. Ed. SAS Institute in corporation, Cary, N.C. USA: Author.Torres, E.; Iannacone, J. y Gómez, H. 2007. Biocontrol del moho foliar del tomate Cladosporium fulvum empleando 4 hongos antagonistas. Bragantia, Campinas. 67(1): 169-178.Verdu G. I. 1986. Enfermedades producidas por hongos fitopatógenos que constituyen formas imperfectas (Deuteromicetos) de Ascomicetos. Bol. Sanidad vegetal, plagas. 12: 237-272.Sesión de carteles 528

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 NANOPARTÍCULAS DE PLATA EN EL MANEJO DE Botrytis Cinerea (Pers) EN FRESA (Fragaria x ananassa Duch.) HIDROPÓNICA Moreno-Guerrero, D. E.1; Santiago-Elena, E.1; Vilchis-Zimuta, R.2; Martínez-Cruz, J.2; Trejo Téllez, L. I.2; Leyva-Mir, S. G.3; 1Departamento de Preparatoria Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, México. 2Colegio de postgraduados.Montecillos, Km. 36.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Montecillos, Texcoco, Estado de México. 3Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, México. [email protected]ónLa fresa (Fragaria x ananassa Duch.) se ha establecido como una de las principalesfrutas de consumo de los países desarrollados, siendo México el principal exportador defresa al mercado de los Estados Unidos. Los principales estados productores sonMichoacán, Baja California, Guanajuato y Jalisco; Michoacán genera un total de 204.9 miltoneladas al año (SIAP, 2014). El fruto además de ser altamente perecedero presentauna elevada susceptibilidad al ataque de microorganismos especialmente hongos(Hanhineva, 2008), dentro del que destaca el moho gris causado por Botrytis cinerea(Pers.), para el cual se destinan una gran cantidad de fungicidas para su manejo, loscuales son altamente propensos a la resistencia, sin embargo ha surgido el uso denanopartículas (NPs) que tienen un gran potencial en la agricultura, en la formulación defungicidas alternativos (Rangaraj et al., 2014). La presente investigación se realizó con elobjetivo de determinar el efecto del suministro de nanopartículas de plata (NPsAg) endiferentes dosis, en la incidencia de la de Botrytis cinerea (Pers.) in vivo en el cultivo defresa.Materiales y MétodosEl experimento se realizó de enero a mayo de 2016 en un invernadero tipo capillalocalizado en el Campo Agrícola Experimental “Xaltepa” de la Universidad AutónomaChapingo. Se establecieron plantas de fresa (Fragaria x ananassa Duch.) cv. Festival enun sistema hidropónico abierto, utilizando como sustrato tezontle. La nutrición de lasplantas se realizó en base a la solución nutritiva universal de Steiner (1984). El diseñoexperimental fue en bloques completamente al azar, con 4 bloques y 5 tratamientos dondese ensayó cada tratamiento 2 veces (8 repeticiones por tratamiento) teniendo un total de60 unidades experimentales. La unidad experimental fue una bolsa de polietileno negrode 30 x 30 cm conteniendo una planta de fresa. Las dosis de NPsAg+ fueron, (T2=5mg.L-1, T3=7.5 mg.L-1, T3=10 mg.L-1, T4=12.5 mg.L-1), un testigo absoluto (T1=0 mg.L-1),aplicadas con una mochila aspersora donde se diluyeron en agua. Se realizaron 10aplicaciones en intervalos de 4 días. Cuatro, 8 y 12 días después de la aplicación detratamientos vía foliar. El inoculo de Botrytis cinerea (Pers.), se aisló de frutos de fresamomificados colectados en “Guadalupe de Rivera”, Irapuato, Guanajuato, los frutos seinocularon con una solución de Botrytis cinerea (Pers.) a una concentración de 100,000conidios mL-1. La incidencia del moho gris en frutos se evaluó a los 15 días después dela última inoculación de los frutos, mediante la comparación de medias de Tukey(P≤0.05%).Sesión de carteles 529

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017Resultados y DiscusionesLa comparación de se demuestra en el Cuadro 1, presenta las dosis que produjeron unefecto inhibitorio se pueden separar en cuatro grupos, T2=5 mg.L-1, con un efecto inhibitoriomás bajo de todo el experimento, seguido del T3=7.5 mg.L-1, (64.9%) con un controlintermedio, para el T5=12.5 mg L-1 (92.7%) comparación con el testigo.Cuadro 1. Comparación de medias de porcentaje de infección de Botrytis cinerea, (Tukeyα=0.05), de diferentes dosis de NPsAg+ vía foliar en cultivo de fresa. Dosis (mg.L-1) Media %Infección % Efectividad Agrupación biológica TukeyT5=12.5 5.10 7.27 92.73 ET4=10.0 8.63 12.31 87.69 DT3=7.5 24.56 35.04 64.96 CT2=5.0 59.47 84.84 15.16 BT1=0.0 70.09 100.00 0.000 AEn el Cuadro 1; Se muestra que el T2=5 mg.L-1, presento el efecto inhibitorio menorcomparado con el T1=0 mg.L-1 (testigo); Según Morones (2005), los efectos presentadosen el T4=12.5 mg.L-1, (92.7%) se deben a que los mecanismos por los que la plata mataa los microorganismos. En contacto con este metal, los microbios producen radicales libresmuy tóxicos, y otros reactivos de oxígeno. Incluso elimina la resistencia a los biocidas enmicroorganismos que habían adquirido esta habilidad. Las partículas de plata tambiénpueden aprovecharse para potenciar los antibióticos actuales, ya que la plata hace quelas membranas de las bacterias se vuelvan más permeables a la entrada de antibióticos,por lo que se tiene una relación de la mayor efectividad biológica con el aumento de lasdosis de NPsAg.ConclusionesLos resultados obtenidos muestran que la aplicación de NPsAg+ fue efectiva en sus dosismás altas (10 y 12.5 mg.L-1) para el control de Botrytis cinerea. El uso NPsAg+ es unaalternativa viable para el manejo de este patógeno.Literatura CitadaHanhineva, K. 2008. Metabolic engineering of phenolic biosynthesis pathway and metabolite profiling of strawberry (Fragaria × ananassa). Kuopio University Publications C. Natural and Environmental Sciences 231:89 p.Morones, J.R. , Elechiguerra, J.L., Camacho-Bragado, A., Holt, K., Kouri, J.B,. Tapia Ramirez, J., And Jose Yacaman M. 2005. The bactericidal effect of silver nanoparticles, Nanotechnology, 16, 2346-2353.Rangaraj, S., Gopalu, K., Muthusamy, P. Rathinam, Y., Venkatachalam, R. K. Narayanasamy. 2014. Augmented biocontrol action of silica nanoparticles and Pseudomonas fluorescens bioformulant in maize (Zea mays L.). RSC Advances, 4: 8461–8465.Steiner, A.1984. The universal nutrient solution. Pp. 633-649. In: I. S. O. S. C. Proceeding 6th International Congress on Soilless Culture. The Netherlands.SIAP. 2016. Sistema de Información Agropecuaria de Consulta (SAGARPA). Consultada en http://www.siacon.sagarpa.gob.mx, Febrero de 2017.Sesión de carteles 530

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 ACTIVIDAD ANTAGÓNICA IN VITRO DE TRICHODERMA SPP. SOBRE SCLEROTIUM ROLSII SACC. CAUSANTE DE LA MARCHITEZ SUREÑA EN EL CULTIVO DE JITOMATEAyvar S., S.2; Téllez A., T.1; Díaz N., J.F.3; Martínez A., J2. 1Division de ciencias forestales. Universidad Autónoma Chapingo. Km 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, Estado de México. Correo-e: [email protected] 2Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero, Av. Vicente Guerrero No. 81, Col. Centro, Iguala, Guerrero, México CP 40000. 3Departamento de Fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo. Km 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, Estado de México.IntroducciónLos problemas fitosanitarios constituyen el principal limitante del cultivo del tomate(Lycopersicum esculentum Mill) en las zonas productoras de México, por suimportancia económica destacan las enfermedades fungosas; en particular,podredumbres en el cuello y las raíces de plantas de un gran número de especiescausado por Sclerotium rolsi Sacc (Michel et al, 2013). Tradicionalmente el controlde estos patógenos ha sido por agroquímicos, los cuales se aplican a la semillaal follaje y al suelo, con resultados favorables; sin embargo, el uso de estos traecomo consecuencia efectos nocivos sobre el ambiente debido a su residualidad.Las especies de Trichoderma tienen una gran actividad antagonista sobre patógenoscomo Rizoctonia solani, Sclerotium rolfsii, Pythium ultimum y Fusarium oxisporumcausantes de enfermedades importantes (Zeilinger y Omann, 2007; Tovar, 2008).Durante los últimos años, varios investigadores y algunas empresas han mostradogran interés en estudiar el potencial de Trichoderma como controlador biológico depatógenos de suelo (Chet, 1987).Materiales y MétodosEl experimento se realizó en mayo de 2015, se colectaron muestras de un cultivo infestadode jitomate, se procedió a hacer el aislamiento del hongo mediante la técnica de cámarahúmeda, donde: se cortaron trocitos de tejido enfermo y sano, después se lavaron sedesinfectaron con hipoclorito de sodio al 1%, se colocaron 5 trocitos sobre dos portaobjetosdentro de cajas Petri, se incubaron a temperatura ambiente en el laboratorio hasta quepresentara crecimiento miceliar. Se realizó una prueba de patogenicidad, en nueve plantasde jitomate sanas, a las que se les incorporo glumas de avena inoculadas con el hongopatógeno, quedando una planta como testigo. Se purificó el hongo en medio de cultivoPDA, para la identificación del hongo, se hicieron preparaciones en lactofenol para observaren el microscopio compuesto, se procedió al aislamiento e identificación de Trichoderma.Cepas nativa y comercial: De las muestras obtenidas en campo, en el laboratorio se hizouna serie de tres diluciones en tres tubos de ensayo, de la muestra del tercer tubo setomó con una pipeta, 1 mL y se dispersó uniformemente sobre la superficie de PDA enla caja Petri, una vez formadas las colonias se trasfirieron a PDA, se realizó la técnicade papel celofán para poder evaluar el efecto de Trichoderma spp. vs el hongo patógeno,la unidad experimental se constituyó por 8 cajas Petri con 4 repeticiones. Los datos deldiámetro de la colonia se transformaron mediante la fórmula √ X+ 0.5 (Reyes, 1981);después se realizó el análisis de varianza, utilizando el paquete estadístico StatisticalSesión de carteles 531

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017Analysis System (SAS, 2002), de acuerdo al diseño experimental completamente al azary una prueba de comparación múltiple de medias por el método Tukey (P≤0.05).Resultados y DiscusiónDe las muestras con síntomas de la marchitez sureña, se aisló, purificó e identificó laespecie de Sclerotium rolsi Sacc. El aislamiento purificado del hongo reflejó los mismossíntomas de las plantas colectadas en campo, al momento de la inoculación en lasplantas sanas, las cuales presentaron marchitamiento general de la planta, la base deltallo y parte de la raíz se cubren con un crecimiento miceliar blanco. En la prueba invitro, los siete tratamientos con productos a base de Trichoderma spp., demuestran serexcelentes antagonistas del hongo fitopatógeno (Cuadro 1), observando los mejoresresultados en los tratamientos de Fithan, Bravo y Cocula, con eficacias de 83%, 65% y68% respectivamente. El test de Tukey (P≤0.05) indica que el mejor tratamientoestadísticamente fue FITHAN, al obtener el menor crecimiento del hongo (1.40 cm).Cuadro 1. Crecimiento e inhibición de Sclerotium rolsi Sacc. en función de los tratamientos. Tratamiento Crecimiento (cm) Inhibición (%) NATIVO 3.80 b 55.30 b PHC 3.80 b 55.28 b FITHAN 1.40 c 83.55 a BACTIVA 3.33 bc 60.90 ab COCULA 2.95 bc 65.30 ab BIOBRAVO 2.68 bc 68.53 ab CHILAPA 3.08 bc 63.83 ab TESTIGO 8.50 a 0.00 cPromedios con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P≤0.05)ConclusionesSe identificó el hongo Sclerotium rolsi Sacc. El hongo es patogénico al inocularse enplantas sanas de jitomate mostrando síntomas de marchitamiento general de la planta, labase del tallo y parte de la raíz se cubren con un crecimiento miceliar blanco. Lostratamientos de Fithan, Bravo y Cocula, presentaron mayor eficacia al inhibir un 83%,65% y 68% respectivamente al hongo.Literatura CitadaChet, I. 1987. Trichoderma – application, mode of action, and potential as biocontrol agent of soilborne plant pathogenic fungi. Pages 137-160Michel, A. A. C., Otero, S. M. A., Ariza, F. R., Barrios, A. A. y Alarcón, C. N. 2013. Eficiencia biológica de cepas nativas de Trichoderma spp., en el control de Sclerotium rolfsii Sacc., en cacahuate. Avances Investig Agropec, 17, 89-107.Tovar Castaño, J. C. (2008). Evaluación de la capacidad antagonista\" in vivo\" de aislamientos de Trichoderma spp frente al hongo fitopatogeno Rhizoctonia solani (Bachelor's thesis).Zeilienger, S. and Omann, M. 2007. Trichoderma biocontrol: Signal Transduction Pathaways involved in host sensing and mycoparasitism. Gen Reg. Syst. Biol. 1:227-234.Sesión de carteles 532

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017ANTAGONISMO in vitro DE ESPECIES DE Trichoderma, NATIVAS DEL ESTADO DE GUERRERO Y CEPAS COMERCIALES SOBRE Fusarium oxysporum Plancarte G., P.J.1; Vargas H., M.1; Acosta R., M.1 Ayvar S., S.2; Díaz N., J.F.3; Alvarado G., O.G.4; Mena B., A.2 1Universidad Autónoma Chapingo, Programa de Protección vegetal, Departamento deParasitología Agrícola, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero, Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. 3Universidad Autónoma Chapingo, Programa de Horticultura, Departamento de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 4Universidad Autónoma de Nuevo León.IntroducciónEl cultivo de jitomate (Solanum lycopersicum) es de las hortalizas más importantes en elmundo con una producción de 164,492,970.00 toneladas con una productividad en milesde pesos de 59,884,397.37 (FAOSTAT, 2014). En México es la hortaliza más importante,ya que es de consumo diario en la dieta del mexicano, se producen 3,282,583.00toneladas y un consumo per cápita de 13 kg año-1 (SIAP, 2014). Este cultivo al ser degran importancia en México es indispensable darle un buen manejo para el control delas principales plagas y enfermedades que lo atacan; como es el caso de la marchitezvascular del tomate, causada por Fusarium oxysporum que ocasiona reducciones en laproducción mayores al 60% (García, 2001). Por ello se plantea el objetivo de probar elantagonismo y parasitismo de Trichoderma spp. contra Fusarium oxysporum.Materiales y MétodosPara realizar la prueba de antagonismo in vitro se realizó el ensayo de confrontacióndual, donde se sembró en medio de cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA) un disco delhongo antagonista a 2 cm del borde de la caja petri, enfrente de este disco se sembróel hongo patógeno a 2 cm del borde, se midió el crecimiento micelial cada 24 horashasta el primer contacto de las hifas, para medir el antagonismo se utilizó la escala deBell et al. (1982) (cuadro 1). se evaluaron 4 tratamientos, los cuales se distribuyeron bajoun diseño experimental completamente al azar con 4 repeticiones, se originaron 16unidades experimentales y un control para cada hongo, cada una de ellas fue una cajaPetri de 8 cm de diámetro y 1.5 cm de altura. Los tratamientos utilizados fueron:Trichoderma asperellum (Cocula), Trichoderma. sp. (St), T. harzianum (t-22) y T. virens(Root). Los datos se analizaron con el programa SAS. Cuadro 1. Escala de clasificación de antagonismo de Bell et al. (1982). Escala Característica del antagonismo 1 Trichoderma invade completamente al patógeno y cubre totalmente la superficie del medio 2 Trichoderma invade las dos terceras partes de la superficie del medio, puede esporular y crecer sobre el fitopatógeno. 3 Trichoderma y el patógeno invaden aproximadamente la mitad de la superficie y ninguno domina al otro. 4 El patógeno coloniza las dos terceras partes de la superficie del medio y resiste la invasión por TrichodermaSesión de carteles 533

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 20175 El patógeno crece sobre Trichoderma y ocupa la superficie total del medioResultados y DiscusiónEl antagonismo se clasificó en la escala 2 de Bell et al. (1982), se puede observar queTrichoderma spp detuvo el desarrollo del Fusarium antes de que invadiera la mitad delmedio de cultivo PDA, a acepción de T. virens donde el patógeno sobrepaso la mitaddel medio, como se muestra en el cuadro 2. Fernández y Suárez (2009), al evaluardiferentes productos de Trichoderma harzianum sobre Fusarium oxysporum, clasificaron elantagonismo en la escala 2, datos similares a los de este experimento. Los resultadosdel análisis estadístico muestran que existe diferencias altamente significativas (P<.0001)en el crecimiento miceliar de los Trichoderma al primer contacto entre hifas, como semuestra en el cuadro 2.Cuadro 2. Media en cm del desarrollo de Trichoderma spp. y Fusarium, 120 horasdespués de su siembraTratamientos Media Agrupación Media de Agrupación FusariumControl 8.000 A 4.450 ATrichoderma virens 3.975 B 4.025 ABTrichoderma. sp 4.125 B 3.725 BTrichoderma harzianum 4.100 B 3.875 BTrichoderma asperellum 4.075 B 3.900 BConclusionesLas cuatro especies de Trichoderma son eficaces para detener el desarrollo de Fusariumoxysporum, ya que son buenos antagonistas de este patógeno.La especie nativa Trichoderma sp (St) fue la cepa que logro tener un mejor antagonismosobre Fusarium oxysporum.Literatura CitadaBell, D.K.; Wells, H.D. y Markham, C.R. 1982. In vitro antagonism of Trichoderma species against six fungal plant pathogens. Phytopathology. 72: 379-382.FAOSTAT. 2014. Producción mundial de tomate. Descargado de la red: http://www.fao.org/faostat/en/#data/QC/visualize. Consultado: 10/02/2017.Fernández, B.R.J. y Suárez, M.C.L. 2009. antagonismo in vitro de Trichoderma harzianum Rifai sobre Fusarium oxysporum Schlecht f. sp passiflorae en maracuyá (Passiflora edulis Sims var. Flavicarpa) del municipio zona bananera colombiana. Rev.Fac.Nal.Agr.Medellín 62(1): 4743-4748.García, E.R.S. 2001. Determinación de la raza de Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici causante de marchitamiento en plantas de tomate (híbrido Sun 0289) cultivadas en el lote de rancho viejo. Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C. Culiacán, Sinaloa, México. 11 p.SIAP.2014. Cierre de la producción anual en México. Descargado de la red: http ://www.siap.gob.mx / cierre - de - la - produccion – agricola – por - cultivo/. Consultado: 10/02/2017.Sesión de carteles 534

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 COMPETENCIA Y MICOPARASITISMO in vitro DE Trichoderma spp SOBRE Rhizoctonia solani Plancarte G., P.J.1; Vargas H., M.1; Acosta R., M.1 Ayvar S., S.2; Díaz N., J.F.3; Alvarado G., O.G.4; Mena B., A.2; 1Universidad Autónoma Chapingo, Programa de Protección vegetal, Departamento deParasitología Agrícola, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero, Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. 3Universidad Autónoma Chapingo, Programa de Horticultura, Departamento de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 4Universidad Autónoma de Nuevo León.IntroducciónEl cultivo de jitomate (Solanum lycopersicum) es de las hortalizas más importantes en elmundo con una producción de 164,492,970.00 toneladas con una productividad en milesde pesos de 59,884,397.37 (FAOSTAT, 2014). En México es la hortaliza más importante,ya que es de consumo diario en la dieta del mexicano, se producen 3,282,583.00toneladas y un consumo per cápita de 13 kg año-1 (SIAP, 2014). Ya que el jitomate esuna de las hortalizas más importantes en México y a que es susceptible a distintasenfermedades de pudrición de raíz y cuello como es el caso de Rhizoctonia que puedeprovocar reducciones significativas en la producción, se genera el objetivo de: probar elantagonismo y parasitismo de Trichoderma spp. contra Rhizoctonia solani.Materiales y MétodosPara realizar la prueba de antagonismo in vitro se realizó el ensayo de confrontacióndual, donde se sembró en medio de cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA) un disco delhongo antagonista a 2 cm del borde de la caja petri, enfrente de este disco se sembróel hongo patógeno a 2 cm del borde, se midió el crecimiento micelial cada 24 horashasta el primer contacto de las hifas, para medir el antagonismo se utilizó la escala deBell et al. (1982) (cuadro 1). se evaluaron 4 tratamientos, los cuales se distribuyeron bajoun diseño experimental completamente al azar con 4 repeticiones, se originaron 16unidades experimentales y un control para cada hongo, cada una de ellas fue una cajaPetri de 8 cm de diámetro y 1.5 cm de altura. Los tratamientos utilizados fueron:Trichoderma asperellum (Cocula), Trichoderma. sp. (St), T. reesei (Ress) y T. fasciculatum(Fas). Los datos se analizaron con el programa SAS. Cuadro 1. Escala de clasificación de antagonismo de Bell et al. (1982). Escala Característica del antagonismo 1 Trichoderma invade completamente al patógeno y cubre totalmente la superficie del medio 2 Trichoderma invade las dos terceras partes de la superficie del medio, puede esporular y crecer sobre el fitopatógeno. 3 Trichoderma y el patógeno invaden aproximadamente la mitad de la superficie y ninguno domina al otro. 4 El patógeno coloniza las dos terceras partes de la superficie del medio y resiste la invasión por Trichoderma 5 El patógeno crece sobre Trichoderma y ocupa la superficie total del medioSesión de carteles 535

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017Resultados y DiscusiónEl antagonismo se clasificó en la escala 2 de Bell et al. (1982) para los 4 tratamientos;Hoyos et al. (2008), mencionan que las cepas de T. asperellum y T. harzianum ejercenun antagonismo similar al de este ensayo sobre Rhizoctonia. Los resultados del análisisestadístico muestran que existen diferencias altamente significativas (Pr<.0001) en elcrecimiento miceliar de los Trichoderma al primer contacto entre hifas, se puede notarque Trichoderma sp fue el mejor antagonista porque logró detener el desarrollo delpatógeno antes de que invadiera la mitad del medio PDA, como se muestra en el cuadro2.Cuadro 2. Media en cm del desarrollo de Trichoderma spp. y Rhizoctonia, 72 horasdespués de su siembraTratamientos Media Agrupación Media de Agrupación RhizoctoniaControl 8.000 A 4.6750 ATrichoderma. sp 4.525 B 3.0500 BTrichoderma asperellum 4.475 B 3.0750 BTrichoderma reesei 4.325 B 3.2750 BTrichoderma fasciculatum 4.175 B 3.3250 BConclusiónLas 4 especies de Trichoderma son buenos antagonistas al lograr detener el desarrollo yparasitar a Rhizoctonia solani.Literatura CitadaBell, D.K.; Wells, H.D. y Markham, C.R. 1982. In vitro antagonism of Trichoderma species against six fungal plant pathogens. Phytopathology. 72: 379-382.FAOSTAT. 2014. Producción mundial de tomate. Descargado de la red: http://www.fao.org/faostat/en/#data/QC/visualize. Consultado: 10/02/2017.Hoyos, C.L.; Duque, G. y Orduz, P.S. 2008. Antagonismo in vitro de Trichoderma spp. sobre aislamientos de Sclerotinia spp. y Rhizoctonia spp. REVISTA COLOMBIANA DE CIENCIAS HORTÍCOLAS 2(1): 76-86.SIAP.2014. Cierre de la producción anual en México. Descargado de la red: http ://www.siap.gob.mx / cierre - de - la - produccion – agricola – por - cultivo/. Consultado: 10/02/2017.Sesión de carteles 536

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 RESPUESTA DE Meloidogyne incognita (Kofoid & White) CHITWOOD A NEMATICIDAS QUÍMICOS, EN SANDÍA CRIMSON SWEET Popoca H., E. G.1; Ayvar S., S.1; Díaz N., J. F.2 1Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CEP-CSAEro). Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P.40000. 2Universidad Autónoma Chapingo, Dpto. de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. Correo: [email protected]ónLa sandia es un huésped prolífico para Meloidogyne incognita (Thies y Levi, 2003). Husseyy Janssen (2002) mencionan que esta especie de nematodo es la que causa las mayorespérdidas en los cultivos; esto debido a que es capaz de infectar a más de 200 especiesvegetales (Jung y Wyss, 1999), también a que su infección provoca la destrucción deltejido vascular de la raíz, causando restricciones en el flujo hídrico y de nutrientes(Melakeberhan y Webster, 1993), lo que se traduce en un crecimiento deficiente de laplanta y clorosis (Thies, 1996); aunado a lo anterior, la infección de Meloidogyne spp.hace que las plantas redirijan los nutrientes al sitio de desarrollo de los nematodoscreando un sumidero metabólico, reduciendo la capacidad de la planta para apoyar eldesarrollo de los frutos, lo que se traduce en una disminución de los rendimientos(McClure, 1977). Roman et al. (1972) mencionan que la aplicación de un nematicidagranular puede reducir a casi el 100% las mermas en la producción. Considerando laincidencia y los daños que ocasionan al cultivo surge la necesidad de realizar unainvestigación la cual nos arroje información eficiente que sirva para disminuir laspoblaciones de este patógeno y obtener mejores rendimientos en la producción de sandía.Materiales y MétodosLa presente investigación se llevó a cabo en el CEP-CSAEGro. El inóculo del nematodofue proporcionado por el laboratorio de Fitopatología de la institución anteriormentemencionada. Se probaron los siguientes tratamientos: T1: M. incognita = M.i. + 5g/macetade Carbofuran (FURADAN 5G), T2: M.i. + 5g/maceta de Counter 5G (Terbufos), T3: M.i.+ 1.5mL/maceta de VYDATE® (Oxamil), T4: M.i. + 1.5mL/maceta de NEMACUR® 400 CE(Fenamifos), T5: M. incognita y T6: Testigo absoluto. Los cuales se distribuyeron en undiseño completamente al azar con 5 repeticiones. La unidad experimental fue una bolsade polietileno de 22×22 cm con 2.2 Kg de sustrato (tierra lama + composta 1:1); elsustrato se esterilizo siguiendo la metodología descrita por Flores et al. (2016). Seinocularon 3,200 huevecillos del nematodo por maceta a 6 cm de profundidad a los 6días después de la siembra (d.d.s.), los nematicidas se aplicaron a los 15 y 30 d.d.s. Setomaron las siguientes variables: Número de huevecillos y número de larvas en 100 g desuelo, siguiendo la metodología de Hussey y Barker (1973). A los datos de las variablesse les aplico un análisis de varianza y una separación de medias por el método deTukey en el software SAS.Resultados y DiscusionesSe encontraron evidencias altamente significativas (P<0.0001) de que todos los nematicidasutilizados ejercen una acción nematostatica sobre los huevecillos del nematodo y que elTerbufos y el Oxamil ejercen acción nematicida, mientras que el Furadan y el Fenamifosejercen acción nematostatica sobre las larvas (Figura 1). Los resultados concuerdan conChitwood (2002), quien menciona que los nematicidas empleados en esta investigación,ejercen acción nematicida por contacto directo y que, a partir de los 8 cm de profundidad,su acción solo es nematostatica. Ferris et al. (2004) mencionan que los nematicidas noeliminan en su totalidad las poblaciones de nematodos en el suelo; Olthof y Townshend(1991) mencionan que la eficacia de los nematicidas se ve influenciada por la solubilidaddel producto, la textura del suelo y la cantidad de materia orgánica de este.Sesión de carteles 537

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 201760000 52360 aNúmero de40000huevecillos 1500 1100 a20000 Número de larvas1000 0 b 1792 b… b… b… 0c 500 100 c0 c 0 c200 b 0 c T2 TraTt3amientTo4s T5 T6 0 T1 T1 T2 T3 TT4ratTa5mieTn6tosFigura 1. Datos promedios del número de huevecillos y larvas. T1: M. incognita = M.i. +5g/maceta de Carbofuran (FURADAN 5G), T2: M.i. + 5g/maceta de Counter 5G (Terbufos),T3: M.i. + 1.5mL/maceta de VYDATE® (Oxamil), T4: M.i. + 1.5mL/maceta de NEMACUR®400 CE (Fenamifos), T5: M. incognita y T6: Testigo absoluto.ConclusionesLa aplicación de carbofuram, terbufos, oxamil y fenamifos disminuye la producción dehuevecillos en raíces de sandía y el oxamil y terbufos inhibe al 100% el número delarvas del nematodo en el suelo.Literatura CitadaChitwood, D. J. 2002. Phytochemical based strategies for nematode control. Annual Review of Phytopathology 40: 221-249Ferris, H.; McKenry, M. V.; Jaffee, B. A.; Anderson, C. E.; Jurma, A. 2004. Population characteristics and dosage trajectory analysis for Mesocrionema xenoplax in California Prunus orchards. Journal of Nematology 36: 505-516.Flores, Y., J. A.; Ayvar, S. S.; Mena, B. A. y Miranda, S., L. 2016. Uso de Paecilomyces variotii y Trichoderma sp. en el control de larvas (J2) y huevecillos de Meloidogyne incognita en Frijol var. “Strike”. Foro de Estudios sobre Guerrero. 1(1): 1-11.Hussey, R. S. y Barker, K. R. 1973. A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp., including a new technique. Plant disease Reporter 57:1025-8.Hussey, R. S. y Janssen, G. J. W. 2002. Root-knot nematodes: Meloidogyne species. In: Plant resistance to Parasitic Nematodes. Starr, J. L.; Cook, R. y Bridge, J. (Eds.) CAB International. Wallingford, Oxon, UK. Pp. 43-70.Jung, C. y Wyss, U. 1999. New approaches to control plant parasitic nematodes. Applied Microbiology and Biotechnology 51: 439-446.McClure, M. A. 1977. Meloidogyne incognita: a metabolic sink. Journal of Nematology 9:88-90.Román, J., X. Rivas, I. Reyes, and G. Mangual. 1972. Estudios sobre el uso de nematicidas en hortalizas. Nematropica 2:23.Melakeberhan, H. y Webster, J. M. 1993. The phenology of plant-nematode interaction and yield loss. In:Nematode Interactions. Khan, M. W. (Ed.) Aligarh University. Aligarh, Uttar Pradesh, India. Pp. 26-41.Olthof, T. H. H. A. y Townshend, J. L. 1991. Effect of oxamyl treatment of potato seed pieces on Pratylenchus penetrans and yield. Supplement to Journal of Nematology 23(4S): 699-705.Thies, J. A., and A. Levi. 2003. Resistance of watermelon germplasm to the peanut root- knot nematode. HortScience 38:1417-1421Thies, J. A. 1996. Diseases caused by nematodes. Pp. 56-58 in T. A. Zitter, D. L. Hopkins, and C. E. Thomas, eds. Compendium of Cucurbit Diseases. APS Press. St. Paul, MN.Sesión de carteles 538

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 EFECTIVIDAD in vitro DE CONTROL QUÍMICO CONTRA EL HONGO FITOPATÓGENO Sclerotium rolfsii SACC. EN JITOMATE Ayvar, S. S1.; Díaz, N. J. F3.; Peláez, A. A2.; Vargas, H. M2.; Martínez, A. J1. 1Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo.2ColegioSuperior Agropecuario del Estado de Guerrero. 3Departamento de Fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo. 4Universidad Autónoma de Nuevo León. 5Instituto de Fitosanidad. Colegio de Postgraduados. correo-e: [email protected]ónLas enfermedades fungosas del suelo son unas de las más económicamente importantesque atacan al cultivo de jitomate. En la actualidad, hay varios cultivares resistentes a lasenfermedades fungosas del suelo. El hongo Sclerotium rolfsii Sacc. puede durar pormuchos años en el suelo debido a la formación de esclerocios (estructuras desupervivencia) (Agrios, 1997). Dentro de las alternativas de manejo de la enfermedad, seha considerado que el control químico es una alternativa viable; por ser un rápido yeficaz método de control; sin embargo el uso indiscriminado de estos puede generarresistencia de los hongos fitopatógenos a los insecticidas químicos, es por eso que sedeben de realizar pruebas constantes de moléculas que expresen una actividad antagónicaen el comportamiento del patógeno y hacer una selección de estos para poder rotarlosentre sí. Por lo tanto, el presente trabajo tuvo como objetivo: identificar el agente causalde la marchitez en jitomate; evaluar la eficacia in vitro de los productos químicos en S.rolfsii sobre el crecimiento micelial y el porcentaje de inhibición.Materiales y MétodosSe recolectaron muestras de raíces de jitomate con síntomas de marchites. Se identificóal hongo fitopatógeno mediante la técnica de la cámara húmeda, induciendo a laesporulación y crecimiento micelial. La morfología observada sirvió de base para laidentificación del hongo, utilizando claves ilustradas y descripciones (Barnett y Hunter,1997; Romero, 1988). Se purificó el hongo en medio de cultivo PDA y se probó lapatogenicidad del aislamiento, inoculando el hongo purificado, en plántulas sanas. Seevaluó la eficacia antagónica de ocho fungicidas: Previcur®Energy, TOKAT 240 CE,BRAVUCON, Interguzan 30-30®, Manzate 200 WP, Benomilo 50% PH, CAPTAN 50 PLUS.Se pesaron en la balanza analítica los fungicidas tomando en cuenta la dosis recomendadapor el fabricante; se depositaron en el fondo de las cajas, en seguida, 20 mL de PDA;posteriormente se sembró S. rolfsii en el centro de la caja, se incubó a temperaturaambiente (28 °C); se registró el crecimiento de las colonias fungosas cada 24 horas.Los tratamientos se distribuyeron en un diseño completamente al azar, con cuatrorepeticiones. Las variables de estudio fueron: el diámetro de la colonia y el porcentaje deinhibición. Se realizó un análisis de varianza (SAS, 2012) y una prueba de comparaciónmúltiple de medias por el método Tukey (P≤0.05).Resultados y DiscusiónDel tejido con síntomas de marchitez, se aisló, purificó e identificó, la especie de Sclerotiumrolfsii Sacc. (Barnett y Hunter,1997; Romero, 1988). El aislamiento purificado del hongo,reflejo los mismos síntomas de las plantas muestreadas en campo, al momento de lainoculación en las plantas sanas, las cuales mostraron síntomas de marchitez. LaSesión de carteles 539

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017morfología y la prueba de patogenicidad, determinaron que S. rolfsii es el agente causalde la marchitez en jitomate. El análisis de varianza demostró diferencias altamentesignificativas (P=0.0001) por efecto de los tratamientos. Según las observaciones de lacomparación de medias de Tukey (P<0,05), con excepción de Previcur ® Energy, todoslos tratamientos afectaron el crecimiento de las colonias fungosas evidenciando un nulocrecimiento micelial (0 cm) y un porcentaje de inhibición del 100%. El crecimiento deSclerotium rolfsii Sacc. El bajo porcentaje de inhibición in vitro del tratamiento Previcur ®Energy indica que no es suficientemente eficaz y solo ejercen una acción fungistática(Cuadro 1).Cuadro 1. Crecimiento e inhibición de S. rolfsii en función de los tratamientos. Tratamiento Ingrediente activo Crecimiento Inhibición (%) (cm) Testigo - 8.7 a 0Previcur ® Energy Propamocarb + Fosetil 4.4 b 48.2 TOKAT 240 CE 0c 100 Metalaxil 0c 100 BRAVUCON Metalaxil + Clorotalonil 0c 100Interguzan 30-30® Quintozeno + Thiram 0c 100Manzate 200 WP 0c 100 Mancozeb 0c 100 Benomilo 50% PH BenzimidazolCAPTAN 50 PLUS CaptanConclusionesSe identificó el hongo Sclerotium rolfsii. El hongo es patogénico al inocularse plántulasde jitomate mostrando síntomas de marchitez. Con excepción de Previcur®Energy, todoslos fungicidas mostraron una acción fungicida, inhibiendo el 100% del crecimiento micelial.Literatura CitadaAgrios, G. N. G. N. 1997. Plant pathology. Academic press,.Barnett, H. L., and Hunter, B. B. 1997. Illustrated general olimperfect fungi. Third edition. Burgess Publishing Company. Minneapolis, USA. pp. 241.Romero, C. S. 1988. Hongos Fitopatógenos. Primera reimpresión. niversidad Autónoma Chapingo. Chapingo, Edo. de México. 347 pp.SAS Institute Inc. 2012. SASuser´s guide: Statistics. Relase 6.03. Ed. SAS Institute incorporation, Cary, N.C. USA. 1028 p.Sesión de carteles 540

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 USO DE INSECTICIDAS ORGÁNICOS PARA EL CONTROL DE Bemisia tabaci EN PLANTAS DE JITOMATE Peláez, A. A1.; Vargas, H. M1; Ayvar, S. S2.; Díaz, N. J. F3.; Alvarado, G. G. O4.; Tejeda, R. M. A5. Acosta, R. M1. 1Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo.2ColegioSuperior Agropecuario del Estado de Guerrero. 3Departamento de Fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo. 4Universidad Autónoma de Nuevo León. 5Instituto de Fitosanidad. Colegio de Postgraduados. correo-e: [email protected]ónLa mosquita blanca (Bemisia tabaci) es una plaga importante en todo el mundo, seconocen más 500 especies de plantas hospederas de este insecto, el cual ademástiene una alta tasa reproductiva, gran capacidad para diseminarse de huésped ahuésped y es capaz de desarrollar resistencias a muchas clases de insecticidas(Peláez et al., 2016). La tendencia de los alimentos es hacía una producción másinocua, utilizando productos más eficaces y sustentables, procurando no inducir laresistencia de las plagas. Por lo anterior se planteó el siguiente objetivo: evaluarel efecto de insecticidas orgánicos sobre adultos de B. tabaci en plantas dejitomate .Materiales y MétodosSe recolectaron adultos Bemisia tabaci del campo experimental del Colegio SuperiorAgropecuario del Estado de Guerrero. Se evaluó la efectividad de tres insecticidasorgánicos. Los tratamientos (Cuadro 1) se distribuyeron en un diseño experimentalcompletamente al azar con tres repeticiones. Cada unidad experimental (u.e.) estuvoconstituida por una jaula entomológica de 30×30×50 cm (largo-ancho-alto) que conteníauna plántula de jitomate. La aplicación de los tratamientos se realizó considerando ungasto de 400 litros de agua. Con un succionador entomológico se añadieron 20 individuosde B. tabaci por u. e. a los cero días después de aplicar los tratamientos. La evaluaciónse realizó a los 10 días después de la infestación. Se evaluó el número de huevos deB. tabaci por planta. Los datos fueron sometidos a un análisis de varianza y comparaciónde medias (Tukey P≤0.05). A partir del número promedio de individuos en cada plantaevaluada se estimó el porcentaje de efectividad con la fórmula de Abbott (1925): ST - st ET = -------------- x 100 STDónde: ET = Eficacia del tratamiento. ST = Porcentaje de incidencia en el testigo. st =Porcentaje de incidencia en cada tratamiento.Cuadro 1. Tratamientos evaluados en el control orgánico de Bemisia tabaci en plantasde jitomate.Simbología Tratamiento Ingrediente activo Dosis T1 Control - - T2 Benefit Azadiractina 0.250 a 1 L en 100 L de aguaSesión de carteles 541

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017T3 BIOdi®e Argemonina+Berberina+Ricinina+ a- 1.5 a 2.0 terthienilT4 Asphix Aceite vegetal de semilla de soya 2 L en 100 L de aguaResultados y discusiónEl análisis de varianza presento diferencias altamente significativas por efecto de lostratamientos (P=0.0003) y el análisis múltiple de comparación de Tukey (P≤0.05), demostróque el mejor tratamiento estadísticamente fue el T2 (BENEFIT® 3% CE), el cual obtuvoel menor número de huevos de B. tabaci (351.3) y el mayor porcentaje de control(88.82%). En contraste el tratamiento control registró el mayor número de huevos, seguidode los tratamientos T3 y T4 los cuales fueron estadísticamente iguales (Cuadro 2). Losextractos de semillas de neem son conocidos por causar mortalidad en los estadios devida de B. tabaci (Coudriet et al., 1985). Cock et al. (1995) menciona que un tratamientoes efectivo cuando el porcentaje de control es superior a 80%, respaldando los resultadosobtenidos en la presente investigación.Cuadro 1. Número promedio de huevos de mosquita blanca (Bemisia tabaci) y porcentajede efectividad obtenido por los tratamientos evaluados.Simbología Tratamiento Número de huevos Porcentaje de efectividad (%) T1 Control 1932.0 a 0 T2 BENEFIT® 3% CE 351.3 c 81.82 T3 BIOdi®e 1043.3 b 46.00 T4 ASPHIX® 90 1269.0 b 34.32Promedios con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P≤0.05).ConclusionesEn la presente investigación el mejor efecto insecticida orgánico sobre Bemisia tabaci sepresentó en el producto BENEFIT® 3% CE al registrar el menor número de huevos de B.tabaci y obtener un porcentaje de efectividad de 81.82%. Los productos BIOdi®e yASPHIX® 90 presentaron un porcentaje de efectividad del 46 y 34% respectivamente.Literatura CitadaAbbott, W. S. 1925. A method of computing the effectiveness of an insecticide. Journal of Economic Entomology, 18 (2): 265−267.Coudriet, D.L., N. Prabhaker y D.E. Meyerdirk. 1985. Sweetpotato whitefly (Homoptera: Aleyrodidae): Effects of neem-seed extract on oviposition and immature stages. Environ.Peláez, A. A., Vargas, H. M., Díaz, N. J. F., Ayvar, S. S., Alvarado, G. O. G., Acosta, R. M., y Tejeda, R. M. A. Alternativas de control de Bemisia tabaci (HOMOPTERA: ALEYRODIDAE) en jitomate, en el trópico seco de Guerrero, 3: 425−429DE Cock, A.; Ishaaya, I.; Veire, M. Van de; Degheele, D. 1995. Response of buprofezin- suscetible and resistant strains of Trialeurodes vaporariorum (Homoptera: Aleyrodidae) to pyriproxyfen and diafenthiuron. Journal of Economic Entomology, Lanham, v. 88, n. 4, p. 763-767.Sesión de carteles 542

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 EVALUACIÓN DE LA PROBLEMATICA DEL PICUDO DEL AGAVE (Scyphophorusacupunctatus Gyllenhall ) EN PLANTACIONES DE MAGUEY PULQUERO (Agave spp. L.) EN EL MUNICIPIO DE CARDONAL, HIDALGO Romero, C.I.1, Madrigal, L. R.2, García, M. E.3 1 Ingeniero Agrónomo Especialista en Parasitología Agrícola, Universidad Autónoma Chapingo. 2 Profesor-Investigador Departamento de Fitotecnia, Universidad Autónoma Chapingo. 3 Profesor Emérito Colegio de Posgraduados, Campus Montecillo.IntroducciónEn la región del Valle del Mezquital en el Estado de Hidalgo el picudo del maguey(Scyphophorus acupunctatus) se ha convertido en una limitante en el cultivo del magueypulquero, no existen estudios que cuantifiquen el daño del picudo en esta región, a pesarde que en ésta se encuentran los principales municipios productores de pulque a nivelnacional. La problemática alrededor de esta plaga está fundamentada en el desinterés delas autoridades y en la falta de recursos económicos de los productores para llevar acabo las medidas de control fitosanitario.El presente estudio tuvo como objetivo evaluar la incidencia y severidad del daño porpicudo en plantaciones de maguey pulquero en el municipio de Cardonal, en el estadode Hidalgo, así como hacer una propuesta de manejo integrado de la plaga en la región.Materiales y MétodosLa evaluación se llevó a cabo durante los meses de septiembre de 2013 a junio de2014, en parcelas de las ocho comunidades antes mencionadas, con la autorización delos Delegados municipales correspondientes a cada comunidad y el Ayuntamiento. Entodas las comunidades se midió la incidencia y severidad del daño por picudo en losmagueyes de la región, haciendo los muestreos en cinco de oros (cada lote de 10 mx10 m) por hectárea.La incidencia se estimó visualmente (muestreo no destructivo) con base en la observaciónde síntomas. La estimación por lote se realizó dividiendo el número de plantas dañadaspor picudo entre el total de plantas en 100 m2. Los resultados se extrapolaron paraobtener la incidencia promedio por hectárea de cada comunidad.Para medición de la severidad se elaboró una escala pictográfica en la que ilustraronescalas de daño por el picudo del maguey de nivel 0 hasta el nivel 5.Resultados y DiscusiónDe acuerdo a los resultados obtenidos en todas las comunidades muestreadas se encontrópresencia de picudo del maguey con porcentajes de incidencia que van del 13.1 al 42.6%y porcentajes de severidad del 26 al 57% siendo la comunidad de Pozuelos la másafectada en ambos casos. Por lo cual es recomendable que en las ocho comunidadesse lleven a cabo medidas de control de esta plaga, sin embargo, es necesario el apoyode las autoridades correspondientes ya que los productores de esta zona no cuentan conlos recursos para llevar a cabo un control adecuado de la plaga.El manual operativo de la campaña contra plagas reglamentadas del agave del SENASICA(2014) establece las bases del correcto muestreo y manejo fitosanitario del agave tequilero,Sesión de carteles 543

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017dicho manual podría ser la guía para establecer una campaña fitosanitaria en magueypulquero con las debidas adecuaciones para este cultivo.Así mismo, en base a literatura se recomendaron como principales medidas de prevencióny control de la plaga el deshierbe, eliminación de plantas dañadas, podas, conservaciónde enemigos naturales del picudo, el uso de feromonas con fines de monitoreo y controly la aplicación de insecticidas ligeramente tóxicos (Macedo, 1950; Figueroa, 2009; Uriasy Cortez, 2010).Literatura CitadaFigueroa, C. P. 2009. Fluctuación poblacional y trampeo de Scyphophorus acupunctatus Gyllenhal (Coleóptera: Curculionidae) con feromona de agregación en plantaciones de agave tequilero en Jalisco. Tesis de Maestría en Ciencias. Postgrado en Protección Vegetal. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, México. 63 p.Macedo E. M. 1950. Manual del magueyero. Ed. B. Trucco. México, D. F. 160 p.SENASICA, 2014. Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria. Manual Operativo de la Campaña contra Plagas Reglamentadas del Agave. Dirección General de Sanidad Vegetal.Urias L. M. y Cortez M. E. 2010. Trampa y feromona de agregación para el manejo del picudo del agave en Tamaulipas. INIFAP. Centro de Investigación Regional del Noreste. Campo experimental Las Huastecas. Despegable para productores No. 8. Tamaulipas, México.Sesión de carteles 544

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017FUNGICIDAS QUÍMICOS Y ORGÁNICOS INHIBIDORES DEL CRECIMIENTO MICELIAR DE Rhizoctonia solani Kühn. PATÓGENO DEL TOMATE DE CASCARA Ayvar-Serna, S.1; Díaz-Nájera, J.F.2; Adame-Bores, J. F.1; Guzmán-Gonzales, J. P.1.1Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero, Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. 2Universidad Autónoma Chapingo, Dpto. de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. Correo: [email protected]ónEl tomate es una hortaliza de gran importancia para la alimentación; durante su cultivopresenta diferentes adversidades, una de las principales es la pudrición de la raíz quecausa una elevada mortalidad en las plantas y por tanto una disminución en el rendimientodel cultivo lo que repercute en la economía del productor. Uno de los agentes causalesde esta problemática es Rhizoctonia solani, que afecta a las plantas del tomate encualquier fase fenológica, limitando su producción. La importancia de este patógeno radicaen que ataca a cerca de 250 especies de plantas cultivadas y silvestres (Agrios, 2005).Este patógeno puede causar pérdidas hasta del 50% de las cosechas; una de las manerasmás eficaces para disminuir las pérdidas ocasionadas por este fitopatógeno es el uso defungicidas químicos, aunque la tendencia actual es la producción orgánica; Kagale et al.(2004) mencionan que plantas como el neem, el ajo y la canela poseen una actividadantifúngica natural. Es en el contexto anterior que el objetivo de esta investigación fueevaluar la actividad antifúngica de diversos fungicidas químicos y orgánicos y generarinformación que pueda emplearse en un control integrado de esta problemática fitosanitariaque puedan disminuir los daños causados por el patógeno y al mismo tiempo reducir lasaplicaciones de químicos y compensarlas con extractos de plantas con propiedadesantimicrobianas.Materiales y MétodosEl experimento se realizó en el laboratorio de fitopatología del CEP-CSAEGro. El patógenose aisló de muestras de raíces de tomate con síntomas de marchitez, en un prediocomercial en Jojutla Morelos; el hongo se identificó morfológicamente en base a las clavesde Watanabe (2002). Para evaluar la capacidad antifúngica de los productos químicos ycomerciales se utilizó la técnica del medio envenenado (Lekshmi et al., 2012). Se evaluaronlos siguientes tratamientos: T1: Testigo absoluto, T2: Captan 80 WG, T3: Manzate® 200,T4: Zineb MICRO 80, T5: Cupravit®, T6: Promyl®, T7: Bavistin® DF, T8: PROGRANIC®Cinnacar, T9: Allium Liquido® y T10: Neemix® 4.5. Los diez tratamientos se distribuyeronen un diseño experimental completamente al azar con 4 repeticiones; la unidadexperimental consistió en una caja Petri de 9×1.5 cm + 20 mL de PDA + la dosis delfungicida correspondiente. Para evaluar el efecto de los diferentes tratamientos evaluadosen este ensayo se calculó el porcentaje de crecimiento e inhibición usando las formulasdescritas por Patil et al. (2014); los datos de las variables se sometieron a un análisisde varianza y una prueba de comparación de medias por el método de Tukey con unaconfiabilidad del 95% en el software SAS (2015).Resultados y DiscusiónLas variables en estudio muestran diferencias altamente significativas (P=0.0001), de quelos productos: Captan 80 WG, Manzate® 200, Zineb MICRO 80, Cupravit®, Promyl®,Bavistin® DF, Allium Liquido® y Neemix® 4.5, ejercen acción fungicida sobre R. solani,Sesión de carteles 545

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017mientras que PROGRANIC® Cinnacar ejerce acción fungistática (Figura 1). Wasira et al.(2015) en un ensayo similar al presente, encontraron que el Bavistin 50 WP inhibe al100% a R. solani. % DE CREC % DE INHIB120 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a100Porcentaje 80 64.68 b 60 35.31 b 40 20 0c 0c 0c 0c 0c 0c 0c 0c 0c T8 T9 T10 0 T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 TratamientosFigura 1. Porcentaje de crecimiento e inhibición de las colonias de R. solani. T1: Testigoabsoluto, T2: Captan 80 WG, T3: Manzate® 200, T4: Zineb MICRO 80, T5: Cupravit®, T6:Promyl®, T7: Bavistin® DF, T8: PROGRANIC® Cinnacar, T9: Allium Liquido® y T10: Neemix®4.5.ConclusionesSe determinó en condiciones in vitro, que los productos; Captan 80 WG, Manzate® 200,Zineb micro 80, Cupravit®, Promyl®, Bavistin® DF, Allium Liquido® y Neemix® 4.5, inhibieronel 100% el crecimiento miceliar del hongo patógeno y el PROGRANIC® Cinnacar el35.31%.Literatura CitadaAgrios, N. G. 2005. Plant Pathology. Fifth edition. Elsevier Academic Press. San Diego, California, USA. 922 p.Kagale, S.; Marimuthu, T.; Thayumanavan, B.; Nandakumar, R.; Samiyappan, R. 2004. Antimicrobial activity and induction of systemic resistance in rice by leaf extract of Daturametel against Rhizoctonia solani and Xanthomonas oryzaepv. Oryzae. Physiol. Mol. Plant Pathol. 65(1): 91-100Lekshmi P. N. C. J; Benarcin, S. S; Viveka, S.; Jeeva, S. R.; Brindha, J. 2012. Antibacterial activity of nanoparticles from Allium sp. J. Microbiol. Biotechnol. Res. 2(1):115-119.Patil, N. N.; Waghmo, de M. S.; Gaikwad, P. S.; Gajbhiye, M. H.; Gunjal, A. B.; Nawani, N. and Kapadnis, B. P. 2014. Potential of Microbispora sp. V2 as biocontrol agent against Sclerotium rolfsii, the causative agent of southern blight of Zea mays L. (Baby corn)–in vitro studies. Indian Journal of Experimental Biology 52(1): 1147- 1151.Statistical Analysis System (SAS Institute). 2015. SAS Inc. SAS user´s guide: Statistics. Relase 6.03. Ed. SAS Institute in corporation, Cary, N.C. USA.Wasira, A.; Mohamed, K. A. B.; Farjana, S. and Mohamed, M. H. 2015. Integrated effect of microbial antagonist, organic amendment and fungicide in controlling seedling mortality (Rhizoctonia solani) and improving yield in pea (Pisum sativum L.) Published by Elsevier Masson SAS. All rights reserved. 33(8): 21-28Watanabe, T. 2002. Pictorial atlas of soil and seed fungi. Morphologies of cultures fungi and key to species. Second edition. CRC PRESS. Boca Ratron, Florida. USA 486 p.Sesión de carteles 546

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 CAPACIDAD ANTAGÓNICA in vitro DE Trichoderma spp. CONTRA Fusarium sp. PATÓGENO DE AMARANTO Díaz-Nájera, J. F.1; Ayvar-Serna, S.2; Adame-Bores, J. F.2; Molina-Hidalgo, I.2. 1Universidad Autónoma Chapingo, Departamento de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CEP-CSAEGro). Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000.IntroducciónEl cultivo del amaranto representa una importante fuente de ingresos para los productores,además sus granos son ampliamente utilizados en la alimentación y en la elaboración deproductos típicos regionales, como las “alegrías”; durante su cultivo se presentan diversasproblemáticas, una de las más importantes es la pudrición del cuello causada por Fusariumsp., este hongo tiene una gran capacidad para ocasionar enfermedades, provoca marchitezy pudrición de raíces y de tallos (Agrios, 2005); el daño causado por este hongo puedeser del 100% si no se le da un manejo adecuado, repercutiendo fuertemente en laeconomía de los productores de amaranto. En el manejo convencional, se utilizanfungicidas químicos para disminuir los daños causados por este fitopatógeno, aunque eluso de estos productos tiene efectos negativos sobre el medio ambiente y sobre la saludde los consumidores, una alternativa de control es el uso de distintos organismos benéficoscomo Trichoderma spp.; es por lo anterior que surge el interés de evaluar la capacidadantagónica de distintas cepas de Trichoderma spp. contra Fusarium sp. para generarinformación que sea de utilidad en un manejo integrado de esta problemática fitosanitaria.Materiales y MétodosLa presente investigación se desarrolló en el Laboratorio de Fitopatología del CEP-CSAEGro. El patógeno se aisló de raíces de amaranto con síntomas de marchitez en unpredio comercial en Cocula, Gro. El patógeno se identificó morfológicamente utilizando lasclaves de Watanabe (2002). Se evaluaron los siguientes tratamientos: T1: Testigo absoluto,T2: Trichoderma sp. (cepa nativa de Cocula), T3: T. asperellum (cepa CSAEGro-1), T4:T. harzianum y T5: T. virens; los cuales, se distribuyeron en un diseño experimentalcompletamente al azar con 4 repeticiones, la unidad experimental fue una caja Petri de9 × 1.5 cm. Para evaluar la antibiosis de Trichoderma spp. sobre el hongo fitopatógeno,se utilizó la técnica descrita por Patil et al. (2014); se calculó el porcentaje de crecimientoe inhibición del patógeno empleando las formulas descritas por Patil et al. (2014). A losdatos de las variables se les realizó un análisis de varianza y una prueba de comparaciónde medias por el método de Tukey (SAS, 2015).Resultados y DiscusiónLas variables de estudio presentaron diferencias altamente significativas (P=0.0001); lasmejores cepas fueron: T. virens, T. harzianum y Trichoderma sp. (cepa nativa de Cocula)las cuales presentaron 100% de inhibición sobre el patógeno, y T. asperellum (cepaCSAEGro-1) presento el menor porcentaje de inhibición (Figura 1). Kotasthane et al.(2015), mencionan que Trichoderma spp. compiten por nutrientes y espacio contra hongosSesión de carteles 547

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017fitopatógenos, lo que disminuye el crecimiento de estos; por su parte, Fernández y Suárez(2009) encontraron que T. harzianum en cultivo dual con F. oxysporum, es capaz dedisminuir hasta un 50% el crecimiento del patógeno, resultados inferiores a los encontradosen esta investigación. DMS= 22.99 % DE CRECIMIENTO % DE INHIBICIÓN 100 a 120 100 a 100 aPorcentaje 100 a 74.16 b 100 0c 25.84 b 0c 0c 80 T2 T4 T5 T3 60 Tratamientos 40 20 0c 0 T1Figura 1. Porcentaje de crecimiento e inhibición de Fusarium sp. T1: Testigo absoluto,T2: Trichoderma sp. (cepa nativa de Cocula), T3: T. asperellum (cepa CSAEGro-1), T4:T. harzianum y T5: T. virens.ConclusiónSe determinó que Trichoderma sp. (cepa nativa de Cocula), T. harzianum y T. virens sonexcelentes antagonistas de Fusarium sp. patógeno del amaranto, ya que lograron inhibirsu crecimiento al 100%.Literatura CitadaAgrios, G. 2005. Plant Pathology. 5ed. Nueva York. Elsevier Academic Press. 922 p.Fernández, B. R. y Suárez, M. C. L. 2009. Antagonismo in vitro de Trichoderma harzianum Rifai sobre Fusarium oxysporum Schlecht f. sp passiflorae en maracuyá (Passiflora edulis Sims var. Flavicarpa) del municipio zona bananera colombiana. Revista Facultad de agronomía, Medellín. 62(1).Kotasthane, A.; Agrawal, T.; Kushwah, R.; Rahakar, V. O. 2015. In-vitro antagonism of Trichoderma spp. against Sclerotium rolfsii. and Rhizoctonia solani and their response towards growth of cucumber, bottle gourd and bitter gourd. European Journal of Plant Pathology 141(3): 523-543Patil, N. N.; Waghmo, M. S.; Gaikwad, P. S.; Gajbhiye, M. H.; Gunjal, A. B.; Nawani, N.; Kapadnis, B. P. 2014. Potential of Microbispora sp. V2 as biocontrol agent against Sclerotium rolfsii, the causative agent of southern blight of Zea mays L. (Baby corn)-in vitro studies. Indian Journal of Experimental Biology 52(1): 1147-1151.Statistical Analysis System (SAS Institute). 2015. SAS Inc. SAS user´s guide: Statistics. Relase 6.03. Ed. SAS Institute in corporation, Cary, N.C. USA: Author.Watanabe, T. 2002. Pictorial atlas of soil and seed fungi. Morphologies of cultures fungi and key to species. Second edition. CRC PRESS. Boca Ratron, Florida. USA 486 p.Sesión de carteles 548

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 CONTROL DE Phytophtora parasitica MEDIANTE Thrichoderma harzianum EN AGUACATE EN COALCOMAN, MICHOACAN Farías S.Y., M.1; Del Val R.2, Orozco G., G.3, Bermúdez G., M. J. 3 Gómez L.E, Preciado B.M., Álvarez C., M.1 1Instituto Tecnológico Superior de Coalcomán. Av. Tecnológica No. 371, Coalcomán de Vázquez Pallares, Michoacán. 2 Unidad de Servicios Biotecnológicos, Tepalcatepec, Michoacán, 3 INIFAP. Campo Experimental Tecomán. Km 35 Carretera Colima-Manz. Correo-e: [email protected]ónEn México la producción de aguacate ha crecido de manera importante en los últimosaños, entre 2002 y 2015 la tasa de crecimiento promedio anual fue del 4.2%, mientrasque entre 2011 y 2015 el crecimiento promedio fue del 8.7% (SIAP, 2016). Dentro delos problemas que afectan la producción de Aguacate destacan las enfermedades radicalescomo es el caso de la “Tristeza del Aguacatero” causado por Phytophthora cinnamomi,que ocasiona daños del 8 al 15 % en plantaciones de síntomas similares a los ocasionadospor P. cinnamomi se aisló a P. parasitica por lo que puede decir que este hongo causasíntomas similares a las de P. cinnamomi o bien está asociado con P. cinnamomi en lasintomatología o de manera independiente puede causar síntomas similares, siendo elprimer reporte de la presencia P. parasitica en aguacate de la región productora enUruapan Michoacán, México (Amado & Morales García, 2007). Las especies del géneroTrichoderma son los antagonistas más utilizados para el control de enfermedades deplantas producidos por hongos, debido a su ubicuidad, a su facilidad para ser aisladas ycultivadas, a su crecimiento rápido en un gran número de sustratos (Ezziyyani & PérezSánchez, 2004). En el presente trabajo se realiza aislamiento de los hongos T.harzianumy P. parasitica, a partir de los aislamientos se evalua el efecto antagónico in vitro de T.harzianum sobre P. parasitica en un medio PDA y cajas petri, posteriormente se realizanaplicaciones de tratamiento fungico T. harzianum para establecer un control en los árbolesde aguacate.Materiales y MétodosEl estudio se llevó a cabo en el laboratorio de Biotecnologia de la Unidad de ServiciosBiotecnológicos (USB), ubicado en Tepalcatepec, Mich y en la huerta de aguacate delPuerto de las Zarzamoras en Coalcomán de Vázquez Pallares, Mich. Se realizó un diseñoexperimental por bloques con cuatro tratamientos diferentes T1=Trichoderma Harzianum,T2= Ridomil gold, T3=Tecto 60 y T4=Testigo. Para conocer el grado de infestación en lazona experimental se realizó un diagnóstico de la enfermedad producida por Phytophthora.Para evaluar el efecto antogónico in vitro de T. harzianum contra P. parasitica se realizaronco-cultivos in vitro, una confrontación de Trichoderma frente al patógeno Phytophthoraparasitica en un medio (PDA) y cajas petri. La preparacion del inoculo de T. harzianumse realizo a partir de las celas aisladas usando arroz como vehiculo. Los inoculospreparados fueron aplicados para control de P. parasitica en campo. La aplicación encampo en cultivo de aguacate fue 1 lt. de T. harzianum en 200 lt. de agua/ha.Resultados y DiscusionesSe comprobó que el hongo efectivamente se trataba de P. parasitica. T. harzianumdemostró un claro efecto antagónico contra P. parasitica en los cultivos realizadospreviamente in vitro en un medio PDA, donde se pudo ver que el desarrollo de loshongos varia según la temperatura, el primer día se dejo a una temperatura de 30°C ySesión de carteles 549