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V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017evaporar este disolvente se obtuvieron 25 g y 18 g de extractos metanolicos de nardo yagave respectivamente.Resultados y DiscusiónSe determinaron los espectros de Resonancia Magnética Nuclear de 1H (RMN de 1H) a400 MHz de los extractos preparados de bulbos de nardo y piñas de agave tequilero,empleando cloroformo deuterado (CDCl3) como disolvente y adicionando Tetrametilsilano(TMS) como referencia interna. Dichos espectros fueron comparados con el respectivoespectro de RMN de 1H de una feromona comercial empleada para controlar la plaga delpicudo de la empresa Sigma-Aldrich México (Figura 1), aunque todos los espectrosmostraron similitudes en señales, especialmente el espectro de CH2Cl2 de los bulbos denardo mostraron la mejor similitud, observándose señales en 4.1 ppm para el hidrogenobase de un alcohol, protones vinílicos o de alquenos entre 5 y 6 ppm (Silverstein et al.,2005), como el del producto comercial empleado como feromona del picudo. Por otrolado, es observable que dentro del residuo del matraz de evaporación del extracto deCH2Cl2 de bulbos de nardo, se encontraron atrapados insectos muertos, lo que indica unaprueba interesante de éxito previo al evaluar en campo la actividad atrayente a insectosde los extractos preparados.Figura 1.- Espectros de Resonancia Magnética Nuclear de 1H (RMN de 1H) a 400 MHzde, A) una feromona comercial y B) del extracto de CH2Cl2 de los bulbos de nardoConclusionesSe prepararon los extractos orgánicos de bulbos de nardo y piñas de agave tequilero, sedeterminaron los espectros de Resonancia Magnética Nuclear de 1H de los seis extractosy el de CH2Cl2 de los bulbos de nardo fue el de mayor similitud con el de la feromonade un producto comercial empleado para atraer al picudo. Se observó que este mismoextracto mostro actividad atrayente de insectos, lo que significa una predisposicióninteresante al evaluar los extractos de nardo en campo.Literatura CitadaBolaños, T.A.; Velázquez, E.P.; Hernández, U.Á.; Gamboa, J.R.D. 2014. Host plants of the agave weevil scyphophorus acupunctatus (Gyllenhal) (Coleoptera: Curculionidae) in Oaxaca, Mexico. Southwestern Entomologist. 39 (1), pp. 163-169.Silverstein, R.M.; Webster, F.X.; Kiemle, D.J. 2005.Spectrometric identification of organic compounds. 7th Ed. John Wiley & Sons, Inc. USA, pp. 188-192.Valdés-Estrada, M.E.; Aldana-Llanos, L.; Salinas-Sánchez, D.O.; Hernández-Reyes, M.C.; Valladares-Cisneros, M.G. 2016. Toxicity of Plant Extracts to Scyphophorus acupunctatus (Coleoptera: Curculionidae). Florida Entomologist. 99 (2), pp. 226-230.Valdés E, Ma.E.; Aldana, LL. L.; Figueroa, B. R.; Hernández, R.M.C.; Chavelas, M. T. 2005. Trapping of Scyphophorus acupunctatus (Coleoptera:Curculionidae) with two Natural baits in a field of Polianthes tuberosa (Liliales:Agavaceae) in the state of Morelos, México. Florida Entomologist. 88 (3), pp. 338-340.Sesión de carteles 522

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 ACCIÓN FUNGISTÁTICA DE Trichoderma spp., CONTRA Colletotrichum gloeosporioides (Penz.)Vargas H., M. 1; Ayvar S., S.2; Díaz N., J. F.1; Mena B., A.1; Tejeda R., M. A. 1; Gatica G., J.1;1Universidad Autónoma Chapingo, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CEP-CSAEGro). Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. Correo: [email protected]ónEl cultivo del aguacate presenta diversos tipos de plagas y enfermedades durante su vida,provocando los mayores impactos negativos las enfermedades que se presentan durantela floración y fructificación. Una de las enfermedades que causan decrementos en laproducción, rentabilidad y calidad de frutos, es la antracnosis, que se caracteriza por elhundimiento necrosado del tejido (Freeman et al., 2000); por su parte, Landero et al.(2016) mencionan que el agente causal de esta enfermedad es Colletotrichumgloeosporioides (Penz.) y que puede ocasionar pérdidas hasta del 100% de las cosechas.Los agroquímicos, son la principal defensa que utilizan los productores para disminuir laspérdidas ocasionadas por esta enfermedad; sin embargo, su uso indiscriminado traeconsecuencias negativas en la salud de productores y consumidores, en los mantosfreáticos, entre otras. Por lo anterior el objetivo de esta investigación fue probar laefectividad de cepas de Trichoderma spp. en la inhibición del crecimiento miceliar de C.gloesporioides y que sirva como base para investigaciones posteriores para combatir deuna manera sustentable esta problemática fitosanitaria.Materiales y MétodosLa investigación se desarrolló en el laboratorio de fitopatología del CEP-CSAEGro. Elpatógeno se aisló de hojas de aguacate con síntomas de antracnosis en un prediocomercial de Apanguito, municipio de Atenango del rio, Guerrero. El patógeno purificadose identificó como Colletotrichum gloesporioides Penz con base a las claves de Barnett yHunter (1997). Se probaron los siguientes tratamientos: T1: Testigo, T2: Trichoderma sp.(Cepa nativa de Apanguito), T3: T. virens, T4: T. harzianum y T5: T. asperellum (CepaCSAEGro-1); mismos que se arreglaron en un diseño experimental completamente al azarcon 4 repeticiones. Para la obtención de los metabolitos de las especies de Trichodermaspp. se utilizó la técnica del papel celofán descrita por Patil et al. (2014). Se midió cada24 horas el crecimiento miceliar del patógeno y se calculó el porcentaje de inhibición enlas colonias fungosas del patógeno (Patil et al., 2014). A los datos se les aplicó unanálisis de varianza y comparación múltiple de medias por el método de Tukey con nivelde significancia del 5%, usando el software SAS (2015).Resultados y DiscusiónEl análisis de varianza mostró evidencias altamente significativas (P<0.0001) en cuanto ala inhibición del crecimiento miceliar de colonias del patógeno, destacándose el tratamiento2: Trichoderma sp. (cepa nativa de Apanguito) que inhibió 43.45% a C. gloesporioides,seguido del tratamiento 3: T. virens con 42.67% de inhibición y los tratamientos 4 y 5con un promedio de 36.89% cada uno (Figura 1). En un estudio in vitro, Gaviria et al.(2013) encontraron que T. lignorum y T. harzianum inhibieron a C. gloesporioides el 61Sesión de carteles 523

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017y 65% respectivamente. Esta capacidad de suprimir el crecimiento se debe a que lasespecies de Trichoderma spp. producen enzimas como quitinasas y betaglucanasas quedescomponen la celulosa de las paredes celulares de los hongos (Chet, 1987). 50 43.45 A 42.67 B 45 40 36.89 C 36.89 CPorcentaje 35 30 25 20 15 10 5 0D 0 T2 T3 T4 T5 T1 TratamientosFigura 1. Promedios del porcentaje de inhibición del crecimiento miceliar de Colletotrichumgloesporioides por los metabolitos de Trichoderma spp. T1: Testigo, T2: Trichoderma sp.(Apanguito), T3: T. virens, T4: T. harzianum y T5: T. asperellum.ConclusiónSe identificó a Colletotrichum gloesporioides Penz como el agente causal de la antracnosisdel aguacate y se encontró que todas las cepas utilizadas ejercen acción fungistáticasobre el patógeno. La cepa nativa de Trichoderma sp. de Apanguito fue la mejor para elcontrol de C. gloesporioides.Literatura CitadaBarnett, H. L. y Hunter, B. 1997. Illustrated general of imperfect fungi. Third edition.Burgess Publishing Company. Minneapolis, USA. 241 p.Chet, I. 1987. Trichoderma application, mode of action and a potential as a biocontrolagent of soil born plant pathogenic fungi. In: Chet, I. (eds). Innovative approachesto plant disease control. John Wiley and Sons, Inc. New York. EE.UU. pp.137-160.Freeman, S.; Minz, D.; Jurkevitch, E.; Maymon, M. y Shabi, E. 2000. Molecular analysesof Colletotrichum species from almond and other fruits. Phytopathology, Saint Paul,90(6): 608-614.Gaviria, H. V.; Patiño, H. L. F. y Saldarriaga C. A. 2013. Evaluación in vitro de fungicidascomerciales para el control de Colletotrichum spp., en mora de castilla. Corpoica.Ciencia y Tecnologia. 14(1): 67-75.Landero, V. N.; Lara, V. F. M.; Andrade, H. P.; Aguilar, P. L. A. y Rodríguez, G. J. A.2016. Alternativas para el control de Colletotrichum spp. Revista Agrícola. 7(5):1189-1198.Patil, N. N.; Waghmo, M. S.; Gaikwad, P. S.; Gajbhiye, M. H.; Gunjal, A. B.; Nawani, N.;Kapadnis, B. P. 2014. Potential of Microbispora sp. V2 as biocontrol agent againstSclerotium rolfsii, the causative agent of southern blight of Zea mays L. (Babycorn)-in vitro studies. Indian Journal of Experimental Biology 52(1): 1147-1151.Statistical Analysis System (SAS Institute). 2015. SAS Inc. SAS user´s guide: Statistics.Release 6.4 Ed. SAS Institute Incorporation, Cary, N.C. USA.Sesión de carteles 524

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 EXTRACTOS VEGETALES COMO NEMATICIDAS DE Meloidogyne incognita (Kofoid & White) CHITWOOD EN MELÓN Vargas, H., M.1; Ayvar, S., S.2; Díaz, N., J. F.1; Mena, B., A.2; Ponce, E., L.2.1Universidad Autónoma Chapingo, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero. Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. Correo: [email protected]ónMeloidogyne incognita, constituye uno de los mayores problemas para las plantas cultivadasen el mundo debido a las pérdidas económicas que produce, su distribución mundial ysu extenso grupo de hospederos; que según Agrios (2005) incluyen a la mayoría de loscultivos; Martínez et al. (2006) mencionan que estos nematodos en general ocasionandaños cuando su población en el suelo se incrementa como consecuencia del monocultivoy de un manejo deficiente de los cultivos. Su importancia económica se debe a que suinfección puede representar una pérdida de producción desde un 10-15% hasta unapérdida total de la cosecha si no se le da un manejo adecuado al cultivo. Tradicionalmentese han venido usando plaguicidas químicos para erradicar o disminuir las poblaciones deeste nematodo, haciendo un uso irracional de una amplia gama de nematicidas químicosque si bien tienen buenos resultados en el control de los nematodos tienen un impactonegativo sobre los organismos benéficos habitantes del suelo; también son responsablesde causar un impacto nocivo sobre la salud humana y sobre el medio ambiente engeneral. El uso de extractos de plantas con propiedades antimicrobianas es una alternativaque ayuda a disminuir las aplicaciones de plaguicidas químicos. El objetivo de este estudiofue evaluar en condiciones protegidas la efectividad de dos extractos vegetales sobrehuevecillos y larvas de Meloidogyne incognita en plantas de melón.Materiales y MétodosLa presente investigación se llevó a cabo en el CEP-CSAEGro. El inóculo del nematodofue proporcionado por el laboratorio de Fitopatología de la institución mencionada. Seprobaron los siguientes tratamientos: T1: Testigo absoluto, T2: Meloidogyne incognita (M.i.),T3: Azadiractina (KillNeem), T4: M.i. + Azadiractina, T5: Extracto de ajo (Allium liquido®),y T6: M.i. + Extracto de ajo; Los cuales se arreglaron en un diseño completamente alazar con 4 repeticiones. La unidad experimental fue una bolsa de polietileno de 22×15cm con 2.5 Kg de sustrato (tierra lama + composta 2:1); el sustrato se esterilizó siguiendola metodología descrita por Arreola et al. (2014) Se inocularon 5,500 huevecillos delnematodo por maceta a 4 cm de profundidad a los 15 días después de la siembra(d.d.s.), los extractos se aplicaron a los 35, 43 y 50 d.d.s. Se evaluaron las variables:Número de huevecillos y número de larvas en 100 g de suelo, siguiendo la metodologíade Hussey y Barker (1973). A los datos obtenidos se les aplicó un análisis de varianzay una comparación múltiple de medias por el método de Tukey con nivel de significanciaal 5%, usando el software SAS.Sesión de carteles 525

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017Resultados y DiscusiónSe encontraron evidencias altamente significativas (P<0.0001), de que las aplicacionesrealizadas de Azadiractina y extracto de ajo ejercieron acción nematicida sobre Meloidogyneincognita (Figura 1). Arreola et al. (2014) en un estudio similar encontraron que el extractode ajo disminuyó la reproducción de Meloidogyne incognita en plantas de chile habanero,resultados congruentes a los encontrados en la presente investigación en ambas variablesde estudio.45 25 21 a 38 a 2040 153530 102520 5 3 b 3.25 b15 0c 0c 0c10 7 b 8.5 b 0 5 0c 0c 0c T1 T2 T3 T4 T5 T6 0 Tratamientos T1 T2 T3 T4 T5 T6 TratamientosNúmero de huevecillos Número de larvasFigura 1. Promedios del número de huevecillos y larvas en raíces y suelo cultivado conMelón “Cantaloupe”. T1: Testigo absoluto, T2: Meloidogyne incognita (M.i.), T3: Azadiractina(KillNeem), T4: M.i. + Azadiractina, T5: Extracto de ajo (Allium liquido®), y T6: M.i. +Extracto de ajo.ConclusionesLa azadiractina y el extracto acuoso de Allium sativum, en dosis de 7.5 mL/L y 15mL/Lde agua, respectivamente, son capaces de detener la producción de huevecillos y larvasde Meloidogyne incognita en plantas de melón.Literatura CitadaAgrios, G. N. (2005). Fitopatología 5° ed. Ed. Limusa, México. 756pp.Arreola L. É., Ayvar S. S., Mena B. A. y Díaz N. J. F. (2014). Efecto de extractos Neem, Ajo, Cebolla y Cempasúchil sobre Chile habanero inoculado con Meloidogyne incognita (Chit.) Kof. Foro de Estudios sobre Guerrero. 1-2:13-18.Hussey, R. S. y Barker, K. R. (1973). A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp., including a new technique. Plant disease Reporter 57:1025-8.Martínez G. E., Barrios S. G., Rovesti L. y Santos P. R. (2006). Manejo integrado de plagas. Manual Práctico. Centro Nacional de Sanidad Vegetal (CNSV), Cuba.Sesión de carteles 526

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 CAPACIDAD ANTAGÓNICA in vitro DE Trichoderma spp. CONTRA Passalora fulva BRAUN & CROUS Díaz-Nájera, J. F.1; Ayvar-Serna, S.2; Flores-Yáñez, J. A.2; Román-Hidalgo, M. 2. 1Universidad Autónoma Chapingo, Dpto. de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CEP-CSAEGro). Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. Correo: [email protected]ónPassalora fulva (sin. Cladosporium fulvum) (Braun y Crous, 2003) es el agente causal delmoho de la hoja del tomate (Physalis ixocarpa Brot.), aunque también puede afectar tallos,flores, peciolos y frutas, causa marchitez, defoliación y en casos graves la muerte delhospedante (Jones et al., 1997), por su parte Sánchez (2014) menciona que estefitopatógeno puede ser más severo en los sistemas de producción bajo condiciones deinvernadero, ocasionando grandes pérdidas económicas a los productores.Convencionalmente se han utilizado moléculas químicas para el control de estaproblemática debido a que su uso resulta eficaz a corto plazo, por lo contrario, su usono garantiza la inocuidad de los productos alimentarios, además puede causarcontaminación al medio ambiente y generar resistencia en cepas del patógeno (Gisi ySierotzki, 2008). Es en base a lo mencionado anteriormente, que el objetivo de estainvestigación fue probar la capacidad antagónica de diferentes cepas de Trichoderma spp.contra Passalora fulva para generar información que sea de utilidad en un manejosustentable de esta problemática fitosanitaria.Materiales y MétodosEl experimento se desarrolló en el laboratorio de Fitopatología del CEP-CSAEGro. Elpatógeno fue aislado a partir de foliolos de jitomate de un predio comercial establecidoen Acayahualco, municipio de Tepecoacuilco de Trujano, Guerrero. se purifico y seidentificó en base a las claves descritas por Verdu (1986). Se probaron los siguientestratamientos: T1: Testigo, T2: Trichoderma sp. (Cepa nativa de Acayahualco), T3: T.asperellum (CEP), T4: T. harzianum y T5: T. virens; los cuales quedaron distribuido enun diseño completamente al azar con 4 repeticiones, la unidad experimental estuvoformada por una caja de Petri de 9 cm de diámetro, con 20 mL de Papa Dextrosa Agar(PDA) más los metabolitos secundarios de Trichoderma. Para extraer los metabolitos delhongo antagonista se utilizó la técnica del papel celofán y se calculó el porcentaje decrecimiento e inhibición de las colonias del patógeno (Patil et al., 2014). Los datosobtenidos de las variables se sometieron a un análisis de varianza y una prueba decomparación múltiple de medias por Tukey (α≤0.05) (SAS, 2015).Resultados y DiscusiónExistieron evidencias altamente significativas (P>.0001) de que los metabolitos secundariosde las cepas de Trichoderma spp. empleadas disminuyeron el crecimiento miceliar dePassalora fulva, destacándose T. asperellum (CEP) inhibiendo un 94.4 % el crecimientomiceliar de P. fulva, seguida por Trichoderma sp. (NATIVO) y T. harzianum con el 61.4y 41.4 % de inhibición respectivamente (Figura 1).Torres et al. (2007) en un ensayo realizado a nivel in vitro de cultivos apareados deTrichoderma spp. contra Cladosporium fulvum, encontraron que Trichoderma viridae, T.harzianum y T. virens ejercieron un 100% de efecto antagonista contra C. fulvum a las120 horas de que estos fueron sembrados y a una temperatura de 28°C, con esto seSesión de carteles 527

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017comprueba que tanto los metabolitos secundarios de Trichoderma spp. así como su efectoantagonista ejercen un excelente control sobre P. fulva (sin. Cladosporium fulvum). % de crecimiento % de inhibiciónPorcentaje 120 94.4 A 100 A 100 80 68.1 B 61.4 B 60 58.6 B 41.4 C 38.6 C 40 31.9 C 20 5.6 D 0D Tratamientos 0 15423Figura 1. Porcentaje de crecimiento e inhibición de las colonias de Passalora fulva. T1:Testigo; T2: Trichoderma sp. (Cepa nativa de Acayahualco); T3: T. asperellum (CEP); T4:T. harzianum y T5: T. virens.ConclusiónSe identificó morfológicamente al hongo Passalora fulva como el agente causal del mohode las hojas del tomate (Physalis ixocarpa Brot.), y se encontró que T. asperellum (CEP)y Trichoderma sp. (Cepa nativa de Acayahualco), lograron disminuir el crecimiento fungosoin vitro del patógeno.Literatura CitadaBraun, U.; Crous, P. W.; Dugan, F.; Groenewald, J. Z. and de Hoog, G. S. 2003. Phylogeny and taxonomy of Cladosporium-like hyphomycetes, including Davidiella gen. nov., the teleomorph of Cladosporium s. str. Mycological progress. 2(1): 3-18.Gisi, U. and Sierotzki, H. 2008. Fungicide modes of action and resistance in downy mildews. European Journal of Plant Pathology. 122:157-167.Jones, J.B.; Jones, J.P.; Stall, R.E. and Zitter, T.A. 1997. Compendium of Tomato Diseases. St. Paul, MN: APS PressPatil, N. N.; Waghmo, M. S.; Gaikwad, P. S.; Gajbhiye, M. H.; Gunjal, A. B.; Nawani, N.; Kapadnis, B. P. 2014. Potential of Microbispora sp. V2 as biocontrol agent against Sclerotium rolfsii, the causative agent of southern blight of Zea mays L. (Baby corn)-in vitro studies. Indian Journal of Experimental Biology 52(1): 1147-1151.Statistical Analysis System (SAS Institute). 2015. SAS Inc. SAS user´s guide: Statistics. Relase 6.03. Ed. SAS Institute in corporation, Cary, N.C. USA: Author.Torres, E.; Iannacone, J. y Gómez, H. 2007. Biocontrol del moho foliar del tomate Cladosporium fulvum empleando 4 hongos antagonistas. Bragantia, Campinas. 67(1): 169-178.Verdu G. I. 1986. Enfermedades producidas por hongos fitopatógenos que constituyen formas imperfectas (Deuteromicetos) de Ascomicetos. Bol. Sanidad vegetal, plagas. 12: 237-272.Sesión de carteles 528

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 NANOPARTÍCULAS DE PLATA EN EL MANEJO DE Botrytis Cinerea (Pers) EN FRESA (Fragaria x ananassa Duch.) HIDROPÓNICA Moreno-Guerrero, D. E.1; Santiago-Elena, E.1; Vilchis-Zimuta, R.2; Martínez-Cruz, J.2; Trejo Téllez, L. I.2; Leyva-Mir, S. G.3; 1Departamento de Preparatoria Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, México. 2Colegio de postgraduados.Montecillos, Km. 36.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Montecillos, Texcoco, Estado de México. 3Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, México. [email protected]ónLa fresa (Fragaria x ananassa Duch.) se ha establecido como una de las principalesfrutas de consumo de los países desarrollados, siendo México el principal exportador defresa al mercado de los Estados Unidos. Los principales estados productores sonMichoacán, Baja California, Guanajuato y Jalisco; Michoacán genera un total de 204.9 miltoneladas al año (SIAP, 2014). El fruto además de ser altamente perecedero presentauna elevada susceptibilidad al ataque de microorganismos especialmente hongos(Hanhineva, 2008), dentro del que destaca el moho gris causado por Botrytis cinerea(Pers.), para el cual se destinan una gran cantidad de fungicidas para su manejo, loscuales son altamente propensos a la resistencia, sin embargo ha surgido el uso denanopartículas (NPs) que tienen un gran potencial en la agricultura, en la formulación defungicidas alternativos (Rangaraj et al., 2014). La presente investigación se realizó con elobjetivo de determinar el efecto del suministro de nanopartículas de plata (NPsAg) endiferentes dosis, en la incidencia de la de Botrytis cinerea (Pers.) in vivo en el cultivo defresa.Materiales y MétodosEl experimento se realizó de enero a mayo de 2016 en un invernadero tipo capillalocalizado en el Campo Agrícola Experimental “Xaltepa” de la Universidad AutónomaChapingo. Se establecieron plantas de fresa (Fragaria x ananassa Duch.) cv. Festival enun sistema hidropónico abierto, utilizando como sustrato tezontle. La nutrición de lasplantas se realizó en base a la solución nutritiva universal de Steiner (1984). El diseñoexperimental fue en bloques completamente al azar, con 4 bloques y 5 tratamientos dondese ensayó cada tratamiento 2 veces (8 repeticiones por tratamiento) teniendo un total de60 unidades experimentales. La unidad experimental fue una bolsa de polietileno negrode 30 x 30 cm conteniendo una planta de fresa. Las dosis de NPsAg+ fueron, (T2=5mg.L-1, T3=7.5 mg.L-1, T3=10 mg.L-1, T4=12.5 mg.L-1), un testigo absoluto (T1=0 mg.L-1),aplicadas con una mochila aspersora donde se diluyeron en agua. Se realizaron 10aplicaciones en intervalos de 4 días. Cuatro, 8 y 12 días después de la aplicación detratamientos vía foliar. El inoculo de Botrytis cinerea (Pers.), se aisló de frutos de fresamomificados colectados en “Guadalupe de Rivera”, Irapuato, Guanajuato, los frutos seinocularon con una solución de Botrytis cinerea (Pers.) a una concentración de 100,000conidios mL-1. La incidencia del moho gris en frutos se evaluó a los 15 días después dela última inoculación de los frutos, mediante la comparación de medias de Tukey(P≤0.05%).Sesión de carteles 529

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017Resultados y DiscusionesLa comparación de se demuestra en el Cuadro 1, presenta las dosis que produjeron unefecto inhibitorio se pueden separar en cuatro grupos, T2=5 mg.L-1, con un efecto inhibitoriomás bajo de todo el experimento, seguido del T3=7.5 mg.L-1, (64.9%) con un controlintermedio, para el T5=12.5 mg L-1 (92.7%) comparación con el testigo.Cuadro 1. Comparación de medias de porcentaje de infección de Botrytis cinerea, (Tukeyα=0.05), de diferentes dosis de NPsAg+ vía foliar en cultivo de fresa. Dosis (mg.L-1) Media %Infección % Efectividad Agrupación biológica TukeyT5=12.5 5.10 7.27 92.73 ET4=10.0 8.63 12.31 87.69 DT3=7.5 24.56 35.04 64.96 CT2=5.0 59.47 84.84 15.16 BT1=0.0 70.09 100.00 0.000 AEn el Cuadro 1; Se muestra que el T2=5 mg.L-1, presento el efecto inhibitorio menorcomparado con el T1=0 mg.L-1 (testigo); Según Morones (2005), los efectos presentadosen el T4=12.5 mg.L-1, (92.7%) se deben a que los mecanismos por los que la plata mataa los microorganismos. En contacto con este metal, los microbios producen radicales libresmuy tóxicos, y otros reactivos de oxígeno. Incluso elimina la resistencia a los biocidas enmicroorganismos que habían adquirido esta habilidad. Las partículas de plata tambiénpueden aprovecharse para potenciar los antibióticos actuales, ya que la plata hace quelas membranas de las bacterias se vuelvan más permeables a la entrada de antibióticos,por lo que se tiene una relación de la mayor efectividad biológica con el aumento de lasdosis de NPsAg.ConclusionesLos resultados obtenidos muestran que la aplicación de NPsAg+ fue efectiva en sus dosismás altas (10 y 12.5 mg.L-1) para el control de Botrytis cinerea. El uso NPsAg+ es unaalternativa viable para el manejo de este patógeno.Literatura CitadaHanhineva, K. 2008. Metabolic engineering of phenolic biosynthesis pathway and metabolite profiling of strawberry (Fragaria × ananassa). Kuopio University Publications C. Natural and Environmental Sciences 231:89 p.Morones, J.R. , Elechiguerra, J.L., Camacho-Bragado, A., Holt, K., Kouri, J.B,. Tapia Ramirez, J., And Jose Yacaman M. 2005. The bactericidal effect of silver nanoparticles, Nanotechnology, 16, 2346-2353.Rangaraj, S., Gopalu, K., Muthusamy, P. Rathinam, Y., Venkatachalam, R. K. Narayanasamy. 2014. Augmented biocontrol action of silica nanoparticles and Pseudomonas fluorescens bioformulant in maize (Zea mays L.). RSC Advances, 4: 8461–8465.Steiner, A.1984. The universal nutrient solution. Pp. 633-649. In: I. S. O. S. C. Proceeding 6th International Congress on Soilless Culture. The Netherlands.SIAP. 2016. Sistema de Información Agropecuaria de Consulta (SAGARPA). Consultada en http://www.siacon.sagarpa.gob.mx, Febrero de 2017.Sesión de carteles 530

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 ACTIVIDAD ANTAGÓNICA IN VITRO DE TRICHODERMA SPP. SOBRE SCLEROTIUM ROLSII SACC. CAUSANTE DE LA MARCHITEZ SUREÑA EN EL CULTIVO DE JITOMATEAyvar S., S.2; Téllez A., T.1; Díaz N., J.F.3; Martínez A., J2. 1Division de ciencias forestales. Universidad Autónoma Chapingo. Km 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, Estado de México. Correo-e: [email protected] 2Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero, Av. Vicente Guerrero No. 81, Col. Centro, Iguala, Guerrero, México CP 40000. 3Departamento de Fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo. Km 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, Estado de México.IntroducciónLos problemas fitosanitarios constituyen el principal limitante del cultivo del tomate(Lycopersicum esculentum Mill) en las zonas productoras de México, por suimportancia económica destacan las enfermedades fungosas; en particular,podredumbres en el cuello y las raíces de plantas de un gran número de especiescausado por Sclerotium rolsi Sacc (Michel et al, 2013). Tradicionalmente el controlde estos patógenos ha sido por agroquímicos, los cuales se aplican a la semillaal follaje y al suelo, con resultados favorables; sin embargo, el uso de estos traecomo consecuencia efectos nocivos sobre el ambiente debido a su residualidad.Las especies de Trichoderma tienen una gran actividad antagonista sobre patógenoscomo Rizoctonia solani, Sclerotium rolfsii, Pythium ultimum y Fusarium oxisporumcausantes de enfermedades importantes (Zeilinger y Omann, 2007; Tovar, 2008).Durante los últimos años, varios investigadores y algunas empresas han mostradogran interés en estudiar el potencial de Trichoderma como controlador biológico depatógenos de suelo (Chet, 1987).Materiales y MétodosEl experimento se realizó en mayo de 2015, se colectaron muestras de un cultivo infestadode jitomate, se procedió a hacer el aislamiento del hongo mediante la técnica de cámarahúmeda, donde: se cortaron trocitos de tejido enfermo y sano, después se lavaron sedesinfectaron con hipoclorito de sodio al 1%, se colocaron 5 trocitos sobre dos portaobjetosdentro de cajas Petri, se incubaron a temperatura ambiente en el laboratorio hasta quepresentara crecimiento miceliar. Se realizó una prueba de patogenicidad, en nueve plantasde jitomate sanas, a las que se les incorporo glumas de avena inoculadas con el hongopatógeno, quedando una planta como testigo. Se purificó el hongo en medio de cultivoPDA, para la identificación del hongo, se hicieron preparaciones en lactofenol para observaren el microscopio compuesto, se procedió al aislamiento e identificación de Trichoderma.Cepas nativa y comercial: De las muestras obtenidas en campo, en el laboratorio se hizouna serie de tres diluciones en tres tubos de ensayo, de la muestra del tercer tubo setomó con una pipeta, 1 mL y se dispersó uniformemente sobre la superficie de PDA enla caja Petri, una vez formadas las colonias se trasfirieron a PDA, se realizó la técnicade papel celofán para poder evaluar el efecto de Trichoderma spp. vs el hongo patógeno,la unidad experimental se constituyó por 8 cajas Petri con 4 repeticiones. Los datos deldiámetro de la colonia se transformaron mediante la fórmula √ X+ 0.5 (Reyes, 1981);después se realizó el análisis de varianza, utilizando el paquete estadístico StatisticalSesión de carteles 531

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017Analysis System (SAS, 2002), de acuerdo al diseño experimental completamente al azary una prueba de comparación múltiple de medias por el método Tukey (P≤0.05).Resultados y DiscusiónDe las muestras con síntomas de la marchitez sureña, se aisló, purificó e identificó laespecie de Sclerotium rolsi Sacc. El aislamiento purificado del hongo reflejó los mismossíntomas de las plantas colectadas en campo, al momento de la inoculación en lasplantas sanas, las cuales presentaron marchitamiento general de la planta, la base deltallo y parte de la raíz se cubren con un crecimiento miceliar blanco. En la prueba invitro, los siete tratamientos con productos a base de Trichoderma spp., demuestran serexcelentes antagonistas del hongo fitopatógeno (Cuadro 1), observando los mejoresresultados en los tratamientos de Fithan, Bravo y Cocula, con eficacias de 83%, 65% y68% respectivamente. El test de Tukey (P≤0.05) indica que el mejor tratamientoestadísticamente fue FITHAN, al obtener el menor crecimiento del hongo (1.40 cm).Cuadro 1. Crecimiento e inhibición de Sclerotium rolsi Sacc. en función de los tratamientos. Tratamiento Crecimiento (cm) Inhibición (%) NATIVO 3.80 b 55.30 b PHC 3.80 b 55.28 b FITHAN 1.40 c 83.55 a BACTIVA 3.33 bc 60.90 ab COCULA 2.95 bc 65.30 ab BIOBRAVO 2.68 bc 68.53 ab CHILAPA 3.08 bc 63.83 ab TESTIGO 8.50 a 0.00 cPromedios con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P≤0.05)ConclusionesSe identificó el hongo Sclerotium rolsi Sacc. El hongo es patogénico al inocularse enplantas sanas de jitomate mostrando síntomas de marchitamiento general de la planta, labase del tallo y parte de la raíz se cubren con un crecimiento miceliar blanco. Lostratamientos de Fithan, Bravo y Cocula, presentaron mayor eficacia al inhibir un 83%,65% y 68% respectivamente al hongo.Literatura CitadaChet, I. 1987. Trichoderma – application, mode of action, and potential as biocontrol agent of soilborne plant pathogenic fungi. Pages 137-160Michel, A. A. C., Otero, S. M. A., Ariza, F. R., Barrios, A. A. y Alarcón, C. N. 2013. Eficiencia biológica de cepas nativas de Trichoderma spp., en el control de Sclerotium rolfsii Sacc., en cacahuate. Avances Investig Agropec, 17, 89-107.Tovar Castaño, J. C. (2008). Evaluación de la capacidad antagonista\" in vivo\" de aislamientos de Trichoderma spp frente al hongo fitopatogeno Rhizoctonia solani (Bachelor's thesis).Zeilienger, S. and Omann, M. 2007. Trichoderma biocontrol: Signal Transduction Pathaways involved in host sensing and mycoparasitism. Gen Reg. Syst. Biol. 1:227-234.Sesión de carteles 532

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017ANTAGONISMO in vitro DE ESPECIES DE Trichoderma, NATIVAS DEL ESTADO DE GUERRERO Y CEPAS COMERCIALES SOBRE Fusarium oxysporum Plancarte G., P.J.1; Vargas H., M.1; Acosta R., M.1 Ayvar S., S.2; Díaz N., J.F.3; Alvarado G., O.G.4; Mena B., A.2 1Universidad Autónoma Chapingo, Programa de Protección vegetal, Departamento deParasitología Agrícola, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero, Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. 3Universidad Autónoma Chapingo, Programa de Horticultura, Departamento de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 4Universidad Autónoma de Nuevo León.IntroducciónEl cultivo de jitomate (Solanum lycopersicum) es de las hortalizas más importantes en elmundo con una producción de 164,492,970.00 toneladas con una productividad en milesde pesos de 59,884,397.37 (FAOSTAT, 2014). En México es la hortaliza más importante,ya que es de consumo diario en la dieta del mexicano, se producen 3,282,583.00toneladas y un consumo per cápita de 13 kg año-1 (SIAP, 2014). Este cultivo al ser degran importancia en México es indispensable darle un buen manejo para el control delas principales plagas y enfermedades que lo atacan; como es el caso de la marchitezvascular del tomate, causada por Fusarium oxysporum que ocasiona reducciones en laproducción mayores al 60% (García, 2001). Por ello se plantea el objetivo de probar elantagonismo y parasitismo de Trichoderma spp. contra Fusarium oxysporum.Materiales y MétodosPara realizar la prueba de antagonismo in vitro se realizó el ensayo de confrontacióndual, donde se sembró en medio de cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA) un disco delhongo antagonista a 2 cm del borde de la caja petri, enfrente de este disco se sembróel hongo patógeno a 2 cm del borde, se midió el crecimiento micelial cada 24 horashasta el primer contacto de las hifas, para medir el antagonismo se utilizó la escala deBell et al. (1982) (cuadro 1). se evaluaron 4 tratamientos, los cuales se distribuyeron bajoun diseño experimental completamente al azar con 4 repeticiones, se originaron 16unidades experimentales y un control para cada hongo, cada una de ellas fue una cajaPetri de 8 cm de diámetro y 1.5 cm de altura. Los tratamientos utilizados fueron:Trichoderma asperellum (Cocula), Trichoderma. sp. (St), T. harzianum (t-22) y T. virens(Root). Los datos se analizaron con el programa SAS. Cuadro 1. Escala de clasificación de antagonismo de Bell et al. (1982). Escala Característica del antagonismo 1 Trichoderma invade completamente al patógeno y cubre totalmente la superficie del medio 2 Trichoderma invade las dos terceras partes de la superficie del medio, puede esporular y crecer sobre el fitopatógeno. 3 Trichoderma y el patógeno invaden aproximadamente la mitad de la superficie y ninguno domina al otro. 4 El patógeno coloniza las dos terceras partes de la superficie del medio y resiste la invasión por TrichodermaSesión de carteles 533

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 20175 El patógeno crece sobre Trichoderma y ocupa la superficie total del medioResultados y DiscusiónEl antagonismo se clasificó en la escala 2 de Bell et al. (1982), se puede observar queTrichoderma spp detuvo el desarrollo del Fusarium antes de que invadiera la mitad delmedio de cultivo PDA, a acepción de T. virens donde el patógeno sobrepaso la mitaddel medio, como se muestra en el cuadro 2. Fernández y Suárez (2009), al evaluardiferentes productos de Trichoderma harzianum sobre Fusarium oxysporum, clasificaron elantagonismo en la escala 2, datos similares a los de este experimento. Los resultadosdel análisis estadístico muestran que existe diferencias altamente significativas (P<.0001)en el crecimiento miceliar de los Trichoderma al primer contacto entre hifas, como semuestra en el cuadro 2.Cuadro 2. Media en cm del desarrollo de Trichoderma spp. y Fusarium, 120 horasdespués de su siembraTratamientos Media Agrupación Media de Agrupación FusariumControl 8.000 A 4.450 ATrichoderma virens 3.975 B 4.025 ABTrichoderma. sp 4.125 B 3.725 BTrichoderma harzianum 4.100 B 3.875 BTrichoderma asperellum 4.075 B 3.900 BConclusionesLas cuatro especies de Trichoderma son eficaces para detener el desarrollo de Fusariumoxysporum, ya que son buenos antagonistas de este patógeno.La especie nativa Trichoderma sp (St) fue la cepa que logro tener un mejor antagonismosobre Fusarium oxysporum.Literatura CitadaBell, D.K.; Wells, H.D. y Markham, C.R. 1982. In vitro antagonism of Trichoderma species against six fungal plant pathogens. Phytopathology. 72: 379-382.FAOSTAT. 2014. Producción mundial de tomate. Descargado de la red: http://www.fao.org/faostat/en/#data/QC/visualize. Consultado: 10/02/2017.Fernández, B.R.J. y Suárez, M.C.L. 2009. antagonismo in vitro de Trichoderma harzianum Rifai sobre Fusarium oxysporum Schlecht f. sp passiflorae en maracuyá (Passiflora edulis Sims var. Flavicarpa) del municipio zona bananera colombiana. Rev.Fac.Nal.Agr.Medellín 62(1): 4743-4748.García, E.R.S. 2001. Determinación de la raza de Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici causante de marchitamiento en plantas de tomate (híbrido Sun 0289) cultivadas en el lote de rancho viejo. Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C. Culiacán, Sinaloa, México. 11 p.SIAP.2014. Cierre de la producción anual en México. Descargado de la red: http ://www.siap.gob.mx / cierre - de - la - produccion – agricola – por - cultivo/. Consultado: 10/02/2017.Sesión de carteles 534

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 COMPETENCIA Y MICOPARASITISMO in vitro DE Trichoderma spp SOBRE Rhizoctonia solani Plancarte G., P.J.1; Vargas H., M.1; Acosta R., M.1 Ayvar S., S.2; Díaz N., J.F.3; Alvarado G., O.G.4; Mena B., A.2; 1Universidad Autónoma Chapingo, Programa de Protección vegetal, Departamento deParasitología Agrícola, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero, Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. 3Universidad Autónoma Chapingo, Programa de Horticultura, Departamento de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 4Universidad Autónoma de Nuevo León.IntroducciónEl cultivo de jitomate (Solanum lycopersicum) es de las hortalizas más importantes en elmundo con una producción de 164,492,970.00 toneladas con una productividad en milesde pesos de 59,884,397.37 (FAOSTAT, 2014). En México es la hortaliza más importante,ya que es de consumo diario en la dieta del mexicano, se producen 3,282,583.00toneladas y un consumo per cápita de 13 kg año-1 (SIAP, 2014). Ya que el jitomate esuna de las hortalizas más importantes en México y a que es susceptible a distintasenfermedades de pudrición de raíz y cuello como es el caso de Rhizoctonia que puedeprovocar reducciones significativas en la producción, se genera el objetivo de: probar elantagonismo y parasitismo de Trichoderma spp. contra Rhizoctonia solani.Materiales y MétodosPara realizar la prueba de antagonismo in vitro se realizó el ensayo de confrontacióndual, donde se sembró en medio de cultivo Papa Dextrosa Agar (PDA) un disco delhongo antagonista a 2 cm del borde de la caja petri, enfrente de este disco se sembróel hongo patógeno a 2 cm del borde, se midió el crecimiento micelial cada 24 horashasta el primer contacto de las hifas, para medir el antagonismo se utilizó la escala deBell et al. (1982) (cuadro 1). se evaluaron 4 tratamientos, los cuales se distribuyeron bajoun diseño experimental completamente al azar con 4 repeticiones, se originaron 16unidades experimentales y un control para cada hongo, cada una de ellas fue una cajaPetri de 8 cm de diámetro y 1.5 cm de altura. Los tratamientos utilizados fueron:Trichoderma asperellum (Cocula), Trichoderma. sp. (St), T. reesei (Ress) y T. fasciculatum(Fas). Los datos se analizaron con el programa SAS. Cuadro 1. Escala de clasificación de antagonismo de Bell et al. (1982). Escala Característica del antagonismo 1 Trichoderma invade completamente al patógeno y cubre totalmente la superficie del medio 2 Trichoderma invade las dos terceras partes de la superficie del medio, puede esporular y crecer sobre el fitopatógeno. 3 Trichoderma y el patógeno invaden aproximadamente la mitad de la superficie y ninguno domina al otro. 4 El patógeno coloniza las dos terceras partes de la superficie del medio y resiste la invasión por Trichoderma 5 El patógeno crece sobre Trichoderma y ocupa la superficie total del medioSesión de carteles 535

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017Resultados y DiscusiónEl antagonismo se clasificó en la escala 2 de Bell et al. (1982) para los 4 tratamientos;Hoyos et al. (2008), mencionan que las cepas de T. asperellum y T. harzianum ejercenun antagonismo similar al de este ensayo sobre Rhizoctonia. Los resultados del análisisestadístico muestran que existen diferencias altamente significativas (Pr<.0001) en elcrecimiento miceliar de los Trichoderma al primer contacto entre hifas, se puede notarque Trichoderma sp fue el mejor antagonista porque logró detener el desarrollo delpatógeno antes de que invadiera la mitad del medio PDA, como se muestra en el cuadro2.Cuadro 2. Media en cm del desarrollo de Trichoderma spp. y Rhizoctonia, 72 horasdespués de su siembraTratamientos Media Agrupación Media de Agrupación RhizoctoniaControl 8.000 A 4.6750 ATrichoderma. sp 4.525 B 3.0500 BTrichoderma asperellum 4.475 B 3.0750 BTrichoderma reesei 4.325 B 3.2750 BTrichoderma fasciculatum 4.175 B 3.3250 BConclusiónLas 4 especies de Trichoderma son buenos antagonistas al lograr detener el desarrollo yparasitar a Rhizoctonia solani.Literatura CitadaBell, D.K.; Wells, H.D. y Markham, C.R. 1982. In vitro antagonism of Trichoderma species against six fungal plant pathogens. Phytopathology. 72: 379-382.FAOSTAT. 2014. Producción mundial de tomate. Descargado de la red: http://www.fao.org/faostat/en/#data/QC/visualize. Consultado: 10/02/2017.Hoyos, C.L.; Duque, G. y Orduz, P.S. 2008. Antagonismo in vitro de Trichoderma spp. sobre aislamientos de Sclerotinia spp. y Rhizoctonia spp. REVISTA COLOMBIANA DE CIENCIAS HORTÍCOLAS 2(1): 76-86.SIAP.2014. Cierre de la producción anual en México. Descargado de la red: http ://www.siap.gob.mx / cierre - de - la - produccion – agricola – por - cultivo/. Consultado: 10/02/2017.Sesión de carteles 536

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 RESPUESTA DE Meloidogyne incognita (Kofoid & White) CHITWOOD A NEMATICIDAS QUÍMICOS, EN SANDÍA CRIMSON SWEET Popoca H., E. G.1; Ayvar S., S.1; Díaz N., J. F.2 1Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CEP-CSAEro). Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P.40000. 2Universidad Autónoma Chapingo, Dpto. de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. Correo: [email protected]ónLa sandia es un huésped prolífico para Meloidogyne incognita (Thies y Levi, 2003). Husseyy Janssen (2002) mencionan que esta especie de nematodo es la que causa las mayorespérdidas en los cultivos; esto debido a que es capaz de infectar a más de 200 especiesvegetales (Jung y Wyss, 1999), también a que su infección provoca la destrucción deltejido vascular de la raíz, causando restricciones en el flujo hídrico y de nutrientes(Melakeberhan y Webster, 1993), lo que se traduce en un crecimiento deficiente de laplanta y clorosis (Thies, 1996); aunado a lo anterior, la infección de Meloidogyne spp.hace que las plantas redirijan los nutrientes al sitio de desarrollo de los nematodoscreando un sumidero metabólico, reduciendo la capacidad de la planta para apoyar eldesarrollo de los frutos, lo que se traduce en una disminución de los rendimientos(McClure, 1977). Roman et al. (1972) mencionan que la aplicación de un nematicidagranular puede reducir a casi el 100% las mermas en la producción. Considerando laincidencia y los daños que ocasionan al cultivo surge la necesidad de realizar unainvestigación la cual nos arroje información eficiente que sirva para disminuir laspoblaciones de este patógeno y obtener mejores rendimientos en la producción de sandía.Materiales y MétodosLa presente investigación se llevó a cabo en el CEP-CSAEGro. El inóculo del nematodofue proporcionado por el laboratorio de Fitopatología de la institución anteriormentemencionada. Se probaron los siguientes tratamientos: T1: M. incognita = M.i. + 5g/macetade Carbofuran (FURADAN 5G), T2: M.i. + 5g/maceta de Counter 5G (Terbufos), T3: M.i.+ 1.5mL/maceta de VYDATE® (Oxamil), T4: M.i. + 1.5mL/maceta de NEMACUR® 400 CE(Fenamifos), T5: M. incognita y T6: Testigo absoluto. Los cuales se distribuyeron en undiseño completamente al azar con 5 repeticiones. La unidad experimental fue una bolsade polietileno de 22×22 cm con 2.2 Kg de sustrato (tierra lama + composta 1:1); elsustrato se esterilizo siguiendo la metodología descrita por Flores et al. (2016). Seinocularon 3,200 huevecillos del nematodo por maceta a 6 cm de profundidad a los 6días después de la siembra (d.d.s.), los nematicidas se aplicaron a los 15 y 30 d.d.s. Setomaron las siguientes variables: Número de huevecillos y número de larvas en 100 g desuelo, siguiendo la metodología de Hussey y Barker (1973). A los datos de las variablesse les aplico un análisis de varianza y una separación de medias por el método deTukey en el software SAS.Resultados y DiscusionesSe encontraron evidencias altamente significativas (P<0.0001) de que todos los nematicidasutilizados ejercen una acción nematostatica sobre los huevecillos del nematodo y que elTerbufos y el Oxamil ejercen acción nematicida, mientras que el Furadan y el Fenamifosejercen acción nematostatica sobre las larvas (Figura 1). Los resultados concuerdan conChitwood (2002), quien menciona que los nematicidas empleados en esta investigación,ejercen acción nematicida por contacto directo y que, a partir de los 8 cm de profundidad,su acción solo es nematostatica. Ferris et al. (2004) mencionan que los nematicidas noeliminan en su totalidad las poblaciones de nematodos en el suelo; Olthof y Townshend(1991) mencionan que la eficacia de los nematicidas se ve influenciada por la solubilidaddel producto, la textura del suelo y la cantidad de materia orgánica de este.Sesión de carteles 537

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 201760000 52360 aNúmero de40000huevecillos 1500 1100 a20000 Número de larvas1000 0 b 1792 b… b… b… 0c 500 100 c0 c 0 c200 b 0 c T2 TraTt3amientTo4s T5 T6 0 T1 T1 T2 T3 TT4ratTa5mieTn6tosFigura 1. Datos promedios del número de huevecillos y larvas. T1: M. incognita = M.i. +5g/maceta de Carbofuran (FURADAN 5G), T2: M.i. + 5g/maceta de Counter 5G (Terbufos),T3: M.i. + 1.5mL/maceta de VYDATE® (Oxamil), T4: M.i. + 1.5mL/maceta de NEMACUR®400 CE (Fenamifos), T5: M. incognita y T6: Testigo absoluto.ConclusionesLa aplicación de carbofuram, terbufos, oxamil y fenamifos disminuye la producción dehuevecillos en raíces de sandía y el oxamil y terbufos inhibe al 100% el número delarvas del nematodo en el suelo.Literatura CitadaChitwood, D. J. 2002. Phytochemical based strategies for nematode control. Annual Review of Phytopathology 40: 221-249Ferris, H.; McKenry, M. V.; Jaffee, B. A.; Anderson, C. E.; Jurma, A. 2004. Population characteristics and dosage trajectory analysis for Mesocrionema xenoplax in California Prunus orchards. Journal of Nematology 36: 505-516.Flores, Y., J. A.; Ayvar, S. S.; Mena, B. A. y Miranda, S., L. 2016. Uso de Paecilomyces variotii y Trichoderma sp. en el control de larvas (J2) y huevecillos de Meloidogyne incognita en Frijol var. “Strike”. Foro de Estudios sobre Guerrero. 1(1): 1-11.Hussey, R. S. y Barker, K. R. 1973. A comparison of methods of collecting inocula of Meloidogyne spp., including a new technique. Plant disease Reporter 57:1025-8.Hussey, R. S. y Janssen, G. J. W. 2002. Root-knot nematodes: Meloidogyne species. In: Plant resistance to Parasitic Nematodes. Starr, J. L.; Cook, R. y Bridge, J. (Eds.) CAB International. Wallingford, Oxon, UK. Pp. 43-70.Jung, C. y Wyss, U. 1999. New approaches to control plant parasitic nematodes. Applied Microbiology and Biotechnology 51: 439-446.McClure, M. A. 1977. Meloidogyne incognita: a metabolic sink. Journal of Nematology 9:88-90.Román, J., X. Rivas, I. Reyes, and G. Mangual. 1972. Estudios sobre el uso de nematicidas en hortalizas. Nematropica 2:23.Melakeberhan, H. y Webster, J. M. 1993. The phenology of plant-nematode interaction and yield loss. In:Nematode Interactions. Khan, M. W. (Ed.) Aligarh University. Aligarh, Uttar Pradesh, India. Pp. 26-41.Olthof, T. H. H. A. y Townshend, J. L. 1991. Effect of oxamyl treatment of potato seed pieces on Pratylenchus penetrans and yield. Supplement to Journal of Nematology 23(4S): 699-705.Thies, J. A., and A. Levi. 2003. Resistance of watermelon germplasm to the peanut root- knot nematode. HortScience 38:1417-1421Thies, J. A. 1996. Diseases caused by nematodes. Pp. 56-58 in T. A. Zitter, D. L. Hopkins, and C. E. Thomas, eds. Compendium of Cucurbit Diseases. APS Press. St. Paul, MN.Sesión de carteles 538

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 EFECTIVIDAD in vitro DE CONTROL QUÍMICO CONTRA EL HONGO FITOPATÓGENO Sclerotium rolfsii SACC. EN JITOMATE Ayvar, S. S1.; Díaz, N. J. F3.; Peláez, A. A2.; Vargas, H. M2.; Martínez, A. J1. 1Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo.2ColegioSuperior Agropecuario del Estado de Guerrero. 3Departamento de Fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo. 4Universidad Autónoma de Nuevo León. 5Instituto de Fitosanidad. Colegio de Postgraduados. correo-e: [email protected]ónLas enfermedades fungosas del suelo son unas de las más económicamente importantesque atacan al cultivo de jitomate. En la actualidad, hay varios cultivares resistentes a lasenfermedades fungosas del suelo. El hongo Sclerotium rolfsii Sacc. puede durar pormuchos años en el suelo debido a la formación de esclerocios (estructuras desupervivencia) (Agrios, 1997). Dentro de las alternativas de manejo de la enfermedad, seha considerado que el control químico es una alternativa viable; por ser un rápido yeficaz método de control; sin embargo el uso indiscriminado de estos puede generarresistencia de los hongos fitopatógenos a los insecticidas químicos, es por eso que sedeben de realizar pruebas constantes de moléculas que expresen una actividad antagónicaen el comportamiento del patógeno y hacer una selección de estos para poder rotarlosentre sí. Por lo tanto, el presente trabajo tuvo como objetivo: identificar el agente causalde la marchitez en jitomate; evaluar la eficacia in vitro de los productos químicos en S.rolfsii sobre el crecimiento micelial y el porcentaje de inhibición.Materiales y MétodosSe recolectaron muestras de raíces de jitomate con síntomas de marchites. Se identificóal hongo fitopatógeno mediante la técnica de la cámara húmeda, induciendo a laesporulación y crecimiento micelial. La morfología observada sirvió de base para laidentificación del hongo, utilizando claves ilustradas y descripciones (Barnett y Hunter,1997; Romero, 1988). Se purificó el hongo en medio de cultivo PDA y se probó lapatogenicidad del aislamiento, inoculando el hongo purificado, en plántulas sanas. Seevaluó la eficacia antagónica de ocho fungicidas: Previcur®Energy, TOKAT 240 CE,BRAVUCON, Interguzan 30-30®, Manzate 200 WP, Benomilo 50% PH, CAPTAN 50 PLUS.Se pesaron en la balanza analítica los fungicidas tomando en cuenta la dosis recomendadapor el fabricante; se depositaron en el fondo de las cajas, en seguida, 20 mL de PDA;posteriormente se sembró S. rolfsii en el centro de la caja, se incubó a temperaturaambiente (28 °C); se registró el crecimiento de las colonias fungosas cada 24 horas.Los tratamientos se distribuyeron en un diseño completamente al azar, con cuatrorepeticiones. Las variables de estudio fueron: el diámetro de la colonia y el porcentaje deinhibición. Se realizó un análisis de varianza (SAS, 2012) y una prueba de comparaciónmúltiple de medias por el método Tukey (P≤0.05).Resultados y DiscusiónDel tejido con síntomas de marchitez, se aisló, purificó e identificó, la especie de Sclerotiumrolfsii Sacc. (Barnett y Hunter,1997; Romero, 1988). El aislamiento purificado del hongo,reflejo los mismos síntomas de las plantas muestreadas en campo, al momento de lainoculación en las plantas sanas, las cuales mostraron síntomas de marchitez. LaSesión de carteles 539

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017morfología y la prueba de patogenicidad, determinaron que S. rolfsii es el agente causalde la marchitez en jitomate. El análisis de varianza demostró diferencias altamentesignificativas (P=0.0001) por efecto de los tratamientos. Según las observaciones de lacomparación de medias de Tukey (P<0,05), con excepción de Previcur ® Energy, todoslos tratamientos afectaron el crecimiento de las colonias fungosas evidenciando un nulocrecimiento micelial (0 cm) y un porcentaje de inhibición del 100%. El crecimiento deSclerotium rolfsii Sacc. El bajo porcentaje de inhibición in vitro del tratamiento Previcur ®Energy indica que no es suficientemente eficaz y solo ejercen una acción fungistática(Cuadro 1).Cuadro 1. Crecimiento e inhibición de S. rolfsii en función de los tratamientos. Tratamiento Ingrediente activo Crecimiento Inhibición (%) (cm) Testigo - 8.7 a 0Previcur ® Energy Propamocarb + Fosetil 4.4 b 48.2 TOKAT 240 CE 0c 100 Metalaxil 0c 100 BRAVUCON Metalaxil + Clorotalonil 0c 100Interguzan 30-30® Quintozeno + Thiram 0c 100Manzate 200 WP 0c 100 Mancozeb 0c 100 Benomilo 50% PH BenzimidazolCAPTAN 50 PLUS CaptanConclusionesSe identificó el hongo Sclerotium rolfsii. El hongo es patogénico al inocularse plántulasde jitomate mostrando síntomas de marchitez. Con excepción de Previcur®Energy, todoslos fungicidas mostraron una acción fungicida, inhibiendo el 100% del crecimiento micelial.Literatura CitadaAgrios, G. N. G. N. 1997. Plant pathology. Academic press,.Barnett, H. L., and Hunter, B. B. 1997. Illustrated general olimperfect fungi. Third edition. Burgess Publishing Company. Minneapolis, USA. pp. 241.Romero, C. S. 1988. Hongos Fitopatógenos. Primera reimpresión. niversidad Autónoma Chapingo. Chapingo, Edo. de México. 347 pp.SAS Institute Inc. 2012. SASuser´s guide: Statistics. Relase 6.03. Ed. SAS Institute incorporation, Cary, N.C. USA. 1028 p.Sesión de carteles 540

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 USO DE INSECTICIDAS ORGÁNICOS PARA EL CONTROL DE Bemisia tabaci EN PLANTAS DE JITOMATE Peláez, A. A1.; Vargas, H. M1; Ayvar, S. S2.; Díaz, N. J. F3.; Alvarado, G. G. O4.; Tejeda, R. M. A5. Acosta, R. M1. 1Departamento de Parasitología Agrícola. Universidad Autónoma Chapingo.2ColegioSuperior Agropecuario del Estado de Guerrero. 3Departamento de Fitotecnia. Universidad Autónoma Chapingo. 4Universidad Autónoma de Nuevo León. 5Instituto de Fitosanidad. Colegio de Postgraduados. correo-e: [email protected]ónLa mosquita blanca (Bemisia tabaci) es una plaga importante en todo el mundo, seconocen más 500 especies de plantas hospederas de este insecto, el cual ademástiene una alta tasa reproductiva, gran capacidad para diseminarse de huésped ahuésped y es capaz de desarrollar resistencias a muchas clases de insecticidas(Peláez et al., 2016). La tendencia de los alimentos es hacía una producción másinocua, utilizando productos más eficaces y sustentables, procurando no inducir laresistencia de las plagas. Por lo anterior se planteó el siguiente objetivo: evaluarel efecto de insecticidas orgánicos sobre adultos de B. tabaci en plantas dejitomate .Materiales y MétodosSe recolectaron adultos Bemisia tabaci del campo experimental del Colegio SuperiorAgropecuario del Estado de Guerrero. Se evaluó la efectividad de tres insecticidasorgánicos. Los tratamientos (Cuadro 1) se distribuyeron en un diseño experimentalcompletamente al azar con tres repeticiones. Cada unidad experimental (u.e.) estuvoconstituida por una jaula entomológica de 30×30×50 cm (largo-ancho-alto) que conteníauna plántula de jitomate. La aplicación de los tratamientos se realizó considerando ungasto de 400 litros de agua. Con un succionador entomológico se añadieron 20 individuosde B. tabaci por u. e. a los cero días después de aplicar los tratamientos. La evaluaciónse realizó a los 10 días después de la infestación. Se evaluó el número de huevos deB. tabaci por planta. Los datos fueron sometidos a un análisis de varianza y comparaciónde medias (Tukey P≤0.05). A partir del número promedio de individuos en cada plantaevaluada se estimó el porcentaje de efectividad con la fórmula de Abbott (1925): ST - st ET = -------------- x 100 STDónde: ET = Eficacia del tratamiento. ST = Porcentaje de incidencia en el testigo. st =Porcentaje de incidencia en cada tratamiento.Cuadro 1. Tratamientos evaluados en el control orgánico de Bemisia tabaci en plantasde jitomate.Simbología Tratamiento Ingrediente activo Dosis T1 Control - - T2 Benefit Azadiractina 0.250 a 1 L en 100 L de aguaSesión de carteles 541

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017T3 BIOdi®e Argemonina+Berberina+Ricinina+ a- 1.5 a 2.0 terthienilT4 Asphix Aceite vegetal de semilla de soya 2 L en 100 L de aguaResultados y discusiónEl análisis de varianza presento diferencias altamente significativas por efecto de lostratamientos (P=0.0003) y el análisis múltiple de comparación de Tukey (P≤0.05), demostróque el mejor tratamiento estadísticamente fue el T2 (BENEFIT® 3% CE), el cual obtuvoel menor número de huevos de B. tabaci (351.3) y el mayor porcentaje de control(88.82%). En contraste el tratamiento control registró el mayor número de huevos, seguidode los tratamientos T3 y T4 los cuales fueron estadísticamente iguales (Cuadro 2). Losextractos de semillas de neem son conocidos por causar mortalidad en los estadios devida de B. tabaci (Coudriet et al., 1985). Cock et al. (1995) menciona que un tratamientoes efectivo cuando el porcentaje de control es superior a 80%, respaldando los resultadosobtenidos en la presente investigación.Cuadro 1. Número promedio de huevos de mosquita blanca (Bemisia tabaci) y porcentajede efectividad obtenido por los tratamientos evaluados.Simbología Tratamiento Número de huevos Porcentaje de efectividad (%) T1 Control 1932.0 a 0 T2 BENEFIT® 3% CE 351.3 c 81.82 T3 BIOdi®e 1043.3 b 46.00 T4 ASPHIX® 90 1269.0 b 34.32Promedios con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P≤0.05).ConclusionesEn la presente investigación el mejor efecto insecticida orgánico sobre Bemisia tabaci sepresentó en el producto BENEFIT® 3% CE al registrar el menor número de huevos de B.tabaci y obtener un porcentaje de efectividad de 81.82%. Los productos BIOdi®e yASPHIX® 90 presentaron un porcentaje de efectividad del 46 y 34% respectivamente.Literatura CitadaAbbott, W. S. 1925. A method of computing the effectiveness of an insecticide. Journal of Economic Entomology, 18 (2): 265−267.Coudriet, D.L., N. Prabhaker y D.E. Meyerdirk. 1985. Sweetpotato whitefly (Homoptera: Aleyrodidae): Effects of neem-seed extract on oviposition and immature stages. Environ.Peláez, A. A., Vargas, H. M., Díaz, N. J. F., Ayvar, S. S., Alvarado, G. O. G., Acosta, R. M., y Tejeda, R. M. A. Alternativas de control de Bemisia tabaci (HOMOPTERA: ALEYRODIDAE) en jitomate, en el trópico seco de Guerrero, 3: 425−429DE Cock, A.; Ishaaya, I.; Veire, M. Van de; Degheele, D. 1995. Response of buprofezin- suscetible and resistant strains of Trialeurodes vaporariorum (Homoptera: Aleyrodidae) to pyriproxyfen and diafenthiuron. Journal of Economic Entomology, Lanham, v. 88, n. 4, p. 763-767.Sesión de carteles 542

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 EVALUACIÓN DE LA PROBLEMATICA DEL PICUDO DEL AGAVE (Scyphophorusacupunctatus Gyllenhall ) EN PLANTACIONES DE MAGUEY PULQUERO (Agave spp. L.) EN EL MUNICIPIO DE CARDONAL, HIDALGO Romero, C.I.1, Madrigal, L. R.2, García, M. E.3 1 Ingeniero Agrónomo Especialista en Parasitología Agrícola, Universidad Autónoma Chapingo. 2 Profesor-Investigador Departamento de Fitotecnia, Universidad Autónoma Chapingo. 3 Profesor Emérito Colegio de Posgraduados, Campus Montecillo.IntroducciónEn la región del Valle del Mezquital en el Estado de Hidalgo el picudo del maguey(Scyphophorus acupunctatus) se ha convertido en una limitante en el cultivo del magueypulquero, no existen estudios que cuantifiquen el daño del picudo en esta región, a pesarde que en ésta se encuentran los principales municipios productores de pulque a nivelnacional. La problemática alrededor de esta plaga está fundamentada en el desinterés delas autoridades y en la falta de recursos económicos de los productores para llevar acabo las medidas de control fitosanitario.El presente estudio tuvo como objetivo evaluar la incidencia y severidad del daño porpicudo en plantaciones de maguey pulquero en el municipio de Cardonal, en el estadode Hidalgo, así como hacer una propuesta de manejo integrado de la plaga en la región.Materiales y MétodosLa evaluación se llevó a cabo durante los meses de septiembre de 2013 a junio de2014, en parcelas de las ocho comunidades antes mencionadas, con la autorización delos Delegados municipales correspondientes a cada comunidad y el Ayuntamiento. Entodas las comunidades se midió la incidencia y severidad del daño por picudo en losmagueyes de la región, haciendo los muestreos en cinco de oros (cada lote de 10 mx10 m) por hectárea.La incidencia se estimó visualmente (muestreo no destructivo) con base en la observaciónde síntomas. La estimación por lote se realizó dividiendo el número de plantas dañadaspor picudo entre el total de plantas en 100 m2. Los resultados se extrapolaron paraobtener la incidencia promedio por hectárea de cada comunidad.Para medición de la severidad se elaboró una escala pictográfica en la que ilustraronescalas de daño por el picudo del maguey de nivel 0 hasta el nivel 5.Resultados y DiscusiónDe acuerdo a los resultados obtenidos en todas las comunidades muestreadas se encontrópresencia de picudo del maguey con porcentajes de incidencia que van del 13.1 al 42.6%y porcentajes de severidad del 26 al 57% siendo la comunidad de Pozuelos la másafectada en ambos casos. Por lo cual es recomendable que en las ocho comunidadesse lleven a cabo medidas de control de esta plaga, sin embargo, es necesario el apoyode las autoridades correspondientes ya que los productores de esta zona no cuentan conlos recursos para llevar a cabo un control adecuado de la plaga.El manual operativo de la campaña contra plagas reglamentadas del agave del SENASICA(2014) establece las bases del correcto muestreo y manejo fitosanitario del agave tequilero,Sesión de carteles 543

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017dicho manual podría ser la guía para establecer una campaña fitosanitaria en magueypulquero con las debidas adecuaciones para este cultivo.Así mismo, en base a literatura se recomendaron como principales medidas de prevencióny control de la plaga el deshierbe, eliminación de plantas dañadas, podas, conservaciónde enemigos naturales del picudo, el uso de feromonas con fines de monitoreo y controly la aplicación de insecticidas ligeramente tóxicos (Macedo, 1950; Figueroa, 2009; Uriasy Cortez, 2010).Literatura CitadaFigueroa, C. P. 2009. Fluctuación poblacional y trampeo de Scyphophorus acupunctatus Gyllenhal (Coleóptera: Curculionidae) con feromona de agregación en plantaciones de agave tequilero en Jalisco. Tesis de Maestría en Ciencias. Postgrado en Protección Vegetal. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo, México. 63 p.Macedo E. M. 1950. Manual del magueyero. Ed. B. Trucco. México, D. F. 160 p.SENASICA, 2014. Servicio Nacional de Sanidad, Inocuidad y Calidad Agroalimentaria. Manual Operativo de la Campaña contra Plagas Reglamentadas del Agave. Dirección General de Sanidad Vegetal.Urias L. M. y Cortez M. E. 2010. Trampa y feromona de agregación para el manejo del picudo del agave en Tamaulipas. INIFAP. Centro de Investigación Regional del Noreste. Campo experimental Las Huastecas. Despegable para productores No. 8. Tamaulipas, México.Sesión de carteles 544

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017FUNGICIDAS QUÍMICOS Y ORGÁNICOS INHIBIDORES DEL CRECIMIENTO MICELIAR DE Rhizoctonia solani Kühn. PATÓGENO DEL TOMATE DE CASCARA Ayvar-Serna, S.1; Díaz-Nájera, J.F.2; Adame-Bores, J. F.1; Guzmán-Gonzales, J. P.1.1Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero, Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000. 2Universidad Autónoma Chapingo, Dpto. de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México- Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. Correo: [email protected]ónEl tomate es una hortaliza de gran importancia para la alimentación; durante su cultivopresenta diferentes adversidades, una de las principales es la pudrición de la raíz quecausa una elevada mortalidad en las plantas y por tanto una disminución en el rendimientodel cultivo lo que repercute en la economía del productor. Uno de los agentes causalesde esta problemática es Rhizoctonia solani, que afecta a las plantas del tomate encualquier fase fenológica, limitando su producción. La importancia de este patógeno radicaen que ataca a cerca de 250 especies de plantas cultivadas y silvestres (Agrios, 2005).Este patógeno puede causar pérdidas hasta del 50% de las cosechas; una de las manerasmás eficaces para disminuir las pérdidas ocasionadas por este fitopatógeno es el uso defungicidas químicos, aunque la tendencia actual es la producción orgánica; Kagale et al.(2004) mencionan que plantas como el neem, el ajo y la canela poseen una actividadantifúngica natural. Es en el contexto anterior que el objetivo de esta investigación fueevaluar la actividad antifúngica de diversos fungicidas químicos y orgánicos y generarinformación que pueda emplearse en un control integrado de esta problemática fitosanitariaque puedan disminuir los daños causados por el patógeno y al mismo tiempo reducir lasaplicaciones de químicos y compensarlas con extractos de plantas con propiedadesantimicrobianas.Materiales y MétodosEl experimento se realizó en el laboratorio de fitopatología del CEP-CSAEGro. El patógenose aisló de muestras de raíces de tomate con síntomas de marchitez, en un prediocomercial en Jojutla Morelos; el hongo se identificó morfológicamente en base a las clavesde Watanabe (2002). Para evaluar la capacidad antifúngica de los productos químicos ycomerciales se utilizó la técnica del medio envenenado (Lekshmi et al., 2012). Se evaluaronlos siguientes tratamientos: T1: Testigo absoluto, T2: Captan 80 WG, T3: Manzate® 200,T4: Zineb MICRO 80, T5: Cupravit®, T6: Promyl®, T7: Bavistin® DF, T8: PROGRANIC®Cinnacar, T9: Allium Liquido® y T10: Neemix® 4.5. Los diez tratamientos se distribuyeronen un diseño experimental completamente al azar con 4 repeticiones; la unidadexperimental consistió en una caja Petri de 9×1.5 cm + 20 mL de PDA + la dosis delfungicida correspondiente. Para evaluar el efecto de los diferentes tratamientos evaluadosen este ensayo se calculó el porcentaje de crecimiento e inhibición usando las formulasdescritas por Patil et al. (2014); los datos de las variables se sometieron a un análisisde varianza y una prueba de comparación de medias por el método de Tukey con unaconfiabilidad del 95% en el software SAS (2015).Resultados y DiscusiónLas variables en estudio muestran diferencias altamente significativas (P=0.0001), de quelos productos: Captan 80 WG, Manzate® 200, Zineb MICRO 80, Cupravit®, Promyl®,Bavistin® DF, Allium Liquido® y Neemix® 4.5, ejercen acción fungicida sobre R. solani,Sesión de carteles 545

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017mientras que PROGRANIC® Cinnacar ejerce acción fungistática (Figura 1). Wasira et al.(2015) en un ensayo similar al presente, encontraron que el Bavistin 50 WP inhibe al100% a R. solani. % DE CREC % DE INHIB120 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a 100 a100Porcentaje 80 64.68 b 60 35.31 b 40 20 0c 0c 0c 0c 0c 0c 0c 0c 0c T8 T9 T10 0 T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 TratamientosFigura 1. Porcentaje de crecimiento e inhibición de las colonias de R. solani. T1: Testigoabsoluto, T2: Captan 80 WG, T3: Manzate® 200, T4: Zineb MICRO 80, T5: Cupravit®, T6:Promyl®, T7: Bavistin® DF, T8: PROGRANIC® Cinnacar, T9: Allium Liquido® y T10: Neemix®4.5.ConclusionesSe determinó en condiciones in vitro, que los productos; Captan 80 WG, Manzate® 200,Zineb micro 80, Cupravit®, Promyl®, Bavistin® DF, Allium Liquido® y Neemix® 4.5, inhibieronel 100% el crecimiento miceliar del hongo patógeno y el PROGRANIC® Cinnacar el35.31%.Literatura CitadaAgrios, N. G. 2005. Plant Pathology. Fifth edition. Elsevier Academic Press. San Diego, California, USA. 922 p.Kagale, S.; Marimuthu, T.; Thayumanavan, B.; Nandakumar, R.; Samiyappan, R. 2004. Antimicrobial activity and induction of systemic resistance in rice by leaf extract of Daturametel against Rhizoctonia solani and Xanthomonas oryzaepv. Oryzae. Physiol. Mol. Plant Pathol. 65(1): 91-100Lekshmi P. N. C. J; Benarcin, S. S; Viveka, S.; Jeeva, S. R.; Brindha, J. 2012. Antibacterial activity of nanoparticles from Allium sp. J. Microbiol. Biotechnol. Res. 2(1):115-119.Patil, N. N.; Waghmo, de M. S.; Gaikwad, P. S.; Gajbhiye, M. H.; Gunjal, A. B.; Nawani, N. and Kapadnis, B. P. 2014. Potential of Microbispora sp. V2 as biocontrol agent against Sclerotium rolfsii, the causative agent of southern blight of Zea mays L. (Baby corn)–in vitro studies. Indian Journal of Experimental Biology 52(1): 1147- 1151.Statistical Analysis System (SAS Institute). 2015. SAS Inc. SAS user´s guide: Statistics. Relase 6.03. Ed. SAS Institute in corporation, Cary, N.C. USA.Wasira, A.; Mohamed, K. A. B.; Farjana, S. and Mohamed, M. H. 2015. Integrated effect of microbial antagonist, organic amendment and fungicide in controlling seedling mortality (Rhizoctonia solani) and improving yield in pea (Pisum sativum L.) Published by Elsevier Masson SAS. All rights reserved. 33(8): 21-28Watanabe, T. 2002. Pictorial atlas of soil and seed fungi. Morphologies of cultures fungi and key to species. Second edition. CRC PRESS. Boca Ratron, Florida. USA 486 p.Sesión de carteles 546

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 CAPACIDAD ANTAGÓNICA in vitro DE Trichoderma spp. CONTRA Fusarium sp. PATÓGENO DE AMARANTO Díaz-Nájera, J. F.1; Ayvar-Serna, S.2; Adame-Bores, J. F.2; Molina-Hidalgo, I.2. 1Universidad Autónoma Chapingo, Departamento de Fitotecnia, Km. 38.5 Carretera México-Texcoco, Chapingo, Estado de México C.P. 56230. 2Centro de Estudios Profesionales. Colegio Superior Agropecuario del Estado de Guerrero (CEP-CSAEGro). Avenida Vicente Guerrero Núm. 81. Iguala, Guerrero, C.P. 40000.IntroducciónEl cultivo del amaranto representa una importante fuente de ingresos para los productores,además sus granos son ampliamente utilizados en la alimentación y en la elaboración deproductos típicos regionales, como las “alegrías”; durante su cultivo se presentan diversasproblemáticas, una de las más importantes es la pudrición del cuello causada por Fusariumsp., este hongo tiene una gran capacidad para ocasionar enfermedades, provoca marchitezy pudrición de raíces y de tallos (Agrios, 2005); el daño causado por este hongo puedeser del 100% si no se le da un manejo adecuado, repercutiendo fuertemente en laeconomía de los productores de amaranto. En el manejo convencional, se utilizanfungicidas químicos para disminuir los daños causados por este fitopatógeno, aunque eluso de estos productos tiene efectos negativos sobre el medio ambiente y sobre la saludde los consumidores, una alternativa de control es el uso de distintos organismos benéficoscomo Trichoderma spp.; es por lo anterior que surge el interés de evaluar la capacidadantagónica de distintas cepas de Trichoderma spp. contra Fusarium sp. para generarinformación que sea de utilidad en un manejo integrado de esta problemática fitosanitaria.Materiales y MétodosLa presente investigación se desarrolló en el Laboratorio de Fitopatología del CEP-CSAEGro. El patógeno se aisló de raíces de amaranto con síntomas de marchitez en unpredio comercial en Cocula, Gro. El patógeno se identificó morfológicamente utilizando lasclaves de Watanabe (2002). Se evaluaron los siguientes tratamientos: T1: Testigo absoluto,T2: Trichoderma sp. (cepa nativa de Cocula), T3: T. asperellum (cepa CSAEGro-1), T4:T. harzianum y T5: T. virens; los cuales, se distribuyeron en un diseño experimentalcompletamente al azar con 4 repeticiones, la unidad experimental fue una caja Petri de9 × 1.5 cm. Para evaluar la antibiosis de Trichoderma spp. sobre el hongo fitopatógeno,se utilizó la técnica descrita por Patil et al. (2014); se calculó el porcentaje de crecimientoe inhibición del patógeno empleando las formulas descritas por Patil et al. (2014). A losdatos de las variables se les realizó un análisis de varianza y una prueba de comparaciónde medias por el método de Tukey (SAS, 2015).Resultados y DiscusiónLas variables de estudio presentaron diferencias altamente significativas (P=0.0001); lasmejores cepas fueron: T. virens, T. harzianum y Trichoderma sp. (cepa nativa de Cocula)las cuales presentaron 100% de inhibición sobre el patógeno, y T. asperellum (cepaCSAEGro-1) presento el menor porcentaje de inhibición (Figura 1). Kotasthane et al.(2015), mencionan que Trichoderma spp. compiten por nutrientes y espacio contra hongosSesión de carteles 547

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017fitopatógenos, lo que disminuye el crecimiento de estos; por su parte, Fernández y Suárez(2009) encontraron que T. harzianum en cultivo dual con F. oxysporum, es capaz dedisminuir hasta un 50% el crecimiento del patógeno, resultados inferiores a los encontradosen esta investigación. DMS= 22.99 % DE CRECIMIENTO % DE INHIBICIÓN 100 a 120 100 a 100 aPorcentaje 100 a 74.16 b 100 0c 25.84 b 0c 0c 80 T2 T4 T5 T3 60 Tratamientos 40 20 0c 0 T1Figura 1. Porcentaje de crecimiento e inhibición de Fusarium sp. T1: Testigo absoluto,T2: Trichoderma sp. (cepa nativa de Cocula), T3: T. asperellum (cepa CSAEGro-1), T4:T. harzianum y T5: T. virens.ConclusiónSe determinó que Trichoderma sp. (cepa nativa de Cocula), T. harzianum y T. virens sonexcelentes antagonistas de Fusarium sp. patógeno del amaranto, ya que lograron inhibirsu crecimiento al 100%.Literatura CitadaAgrios, G. 2005. Plant Pathology. 5ed. Nueva York. Elsevier Academic Press. 922 p.Fernández, B. R. y Suárez, M. C. L. 2009. Antagonismo in vitro de Trichoderma harzianum Rifai sobre Fusarium oxysporum Schlecht f. sp passiflorae en maracuyá (Passiflora edulis Sims var. Flavicarpa) del municipio zona bananera colombiana. Revista Facultad de agronomía, Medellín. 62(1).Kotasthane, A.; Agrawal, T.; Kushwah, R.; Rahakar, V. O. 2015. In-vitro antagonism of Trichoderma spp. against Sclerotium rolfsii. and Rhizoctonia solani and their response towards growth of cucumber, bottle gourd and bitter gourd. European Journal of Plant Pathology 141(3): 523-543Patil, N. N.; Waghmo, M. S.; Gaikwad, P. S.; Gajbhiye, M. H.; Gunjal, A. B.; Nawani, N.; Kapadnis, B. P. 2014. Potential of Microbispora sp. V2 as biocontrol agent against Sclerotium rolfsii, the causative agent of southern blight of Zea mays L. (Baby corn)-in vitro studies. Indian Journal of Experimental Biology 52(1): 1147-1151.Statistical Analysis System (SAS Institute). 2015. SAS Inc. SAS user´s guide: Statistics. Relase 6.03. Ed. SAS Institute in corporation, Cary, N.C. USA: Author.Watanabe, T. 2002. Pictorial atlas of soil and seed fungi. Morphologies of cultures fungi and key to species. Second edition. CRC PRESS. Boca Ratron, Florida. USA 486 p.Sesión de carteles 548

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 CONTROL DE Phytophtora parasitica MEDIANTE Thrichoderma harzianum EN AGUACATE EN COALCOMAN, MICHOACAN Farías S.Y., M.1; Del Val R.2, Orozco G., G.3, Bermúdez G., M. J. 3 Gómez L.E, Preciado B.M., Álvarez C., M.1 1Instituto Tecnológico Superior de Coalcomán. Av. Tecnológica No. 371, Coalcomán de Vázquez Pallares, Michoacán. 2 Unidad de Servicios Biotecnológicos, Tepalcatepec, Michoacán, 3 INIFAP. Campo Experimental Tecomán. Km 35 Carretera Colima-Manz. Correo-e: [email protected]ónEn México la producción de aguacate ha crecido de manera importante en los últimosaños, entre 2002 y 2015 la tasa de crecimiento promedio anual fue del 4.2%, mientrasque entre 2011 y 2015 el crecimiento promedio fue del 8.7% (SIAP, 2016). Dentro delos problemas que afectan la producción de Aguacate destacan las enfermedades radicalescomo es el caso de la “Tristeza del Aguacatero” causado por Phytophthora cinnamomi,que ocasiona daños del 8 al 15 % en plantaciones de síntomas similares a los ocasionadospor P. cinnamomi se aisló a P. parasitica por lo que puede decir que este hongo causasíntomas similares a las de P. cinnamomi o bien está asociado con P. cinnamomi en lasintomatología o de manera independiente puede causar síntomas similares, siendo elprimer reporte de la presencia P. parasitica en aguacate de la región productora enUruapan Michoacán, México (Amado & Morales García, 2007). Las especies del géneroTrichoderma son los antagonistas más utilizados para el control de enfermedades deplantas producidos por hongos, debido a su ubicuidad, a su facilidad para ser aisladas ycultivadas, a su crecimiento rápido en un gran número de sustratos (Ezziyyani & PérezSánchez, 2004). En el presente trabajo se realiza aislamiento de los hongos T.harzianumy P. parasitica, a partir de los aislamientos se evalua el efecto antagónico in vitro de T.harzianum sobre P. parasitica en un medio PDA y cajas petri, posteriormente se realizanaplicaciones de tratamiento fungico T. harzianum para establecer un control en los árbolesde aguacate.Materiales y MétodosEl estudio se llevó a cabo en el laboratorio de Biotecnologia de la Unidad de ServiciosBiotecnológicos (USB), ubicado en Tepalcatepec, Mich y en la huerta de aguacate delPuerto de las Zarzamoras en Coalcomán de Vázquez Pallares, Mich. Se realizó un diseñoexperimental por bloques con cuatro tratamientos diferentes T1=Trichoderma Harzianum,T2= Ridomil gold, T3=Tecto 60 y T4=Testigo. Para conocer el grado de infestación en lazona experimental se realizó un diagnóstico de la enfermedad producida por Phytophthora.Para evaluar el efecto antogónico in vitro de T. harzianum contra P. parasitica se realizaronco-cultivos in vitro, una confrontación de Trichoderma frente al patógeno Phytophthoraparasitica en un medio (PDA) y cajas petri. La preparacion del inoculo de T. harzianumse realizo a partir de las celas aisladas usando arroz como vehiculo. Los inoculospreparados fueron aplicados para control de P. parasitica en campo. La aplicación encampo en cultivo de aguacate fue 1 lt. de T. harzianum en 200 lt. de agua/ha.Resultados y DiscusionesSe comprobó que el hongo efectivamente se trataba de P. parasitica. T. harzianumdemostró un claro efecto antagónico contra P. parasitica en los cultivos realizadospreviamente in vitro en un medio PDA, donde se pudo ver que el desarrollo de loshongos varia según la temperatura, el primer día se dejo a una temperatura de 30°C ySesión de carteles 549

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017no hubo un desarrollo que indicara presencia de hongos, el segundo día se dejo a unatemperatura de 34°C en el cual presento mayor desarrollo sin embargo para el tercer díase dejo a la temperatuta de 37°C y el resultado fue el esperado, tal como encontróBenitez et al, (2004). Las aplicaciones de T. harzianum para control de P. parasitica encampo de aguacate de los diferentes tratamientos son cada 15 dias siendo en total seisaplicaciones. Al inicio y al finalizar las aplicaciones se realiza evaluación de, altura de losárboles donde la diferencia es variada, número de árboles enfermos los cuales en laevaluación inicial el resultado es que de cada 10 árboles 2 estan enfermos y en laevaluación final se redujo el número, Unidades Formadoras de Colonias de Trichoderma.De las líneas que se deja sin aplicar tratamiento, los árboles de aguacate se mantienenestables, no presentan mayores sintomas de la enfermedad. A los que se les aplica T.harzianum presentan un mayor crecimiento y buen desarrollo de la fruta, mejorandotambién su estado físico tal como encontro Castaño, (2008). En los árboles que seaplica Ridomil Gold se observa que el crecimiento es bueno pero no es un rango altode diferencia, aunque el árbol tiene mejor apariensia y desarrollo y buen estado de lafruta. De los árboles que se les aplico Tecto 60 al gual que a los que se les aplicoRidomil Gold no crecen mucho y son los árboles que menos cantidad de fruto presentanen sus ramas. Todos los árboles con sus diferentes tratamientos presentan buen desarrolloaunque unos en mayor porcentaje que otros, una buena floración y por lo tanto, tiempodespues contienen buena cantidad de frutos en sus ramas, los árboles que tienen mayordesarrollo son los testigos sin aplicación de tratamiento y a los que se les aplico T.harzianum.ConclusiónCon las técnicas usadas en el laboratorio y lo aprendido durante la formacion academicase pudo identificar la presencia de P. parasítica. El desarrollo de los hongos T. harzianumy P. parasitica en el medio PDA tienen un buen crecimiento. El uso del tratamiento T,harzianum en promedio es 1lt de Trichoderma en 200 lt de agua para un área de 1 ha.por lo tanto en área de 4 por 4 metros corresponde la cantidad de 324 ml a aplicar, acada árbol, sin embargo da mayor resultado el aumentar la dosis en una cantidadconsiderable para aplicar a los árboles de aguacate.Literatura CitadaBenitez Rincón, A. M., & Codón, A. (2004). Biocontrol mechanism of Trichoderma strains. International Microbiology. pp 249.Camargo H. (2005). Evaluación de la incidencia de Rhizoctonia solani en arroz (Orisa satriva), luego de la inoculaciónen semillas de un formulado comercial a base del antagonista Trichoderma harzianum. México: Limusa.Castaño J.C. (2008). Evaluación de la capacidad antagonista “in vitro” de Trichoderma spp frente al hongo fitopatogeno Rhizoctonia solani. Tesis de licenciatura.Ezziyyani M., & Pérez Sánchez, C. (2004). Trichoderma harzianum como biofungicida para el biocontrol de Phytophthora capsici en plantas de pimiento (Capsicum annuum L.)Anales de Biología. 26: 35-45, 2004SIAP (2016). “Márgenes de Comercialización: Aguacate Hass, junio de 2016” Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera.Sesión de carteles 550

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 IDENTIFICACIÓN DE ESPECIES DE ESCAMAS (Hemíptera;Coccoidea) EN ORQUÍDEAS EN EL ORQUIDEARIO DE CHAPINGO, EDO. DE MÉXICO Munguia M., A. 1; Solís A., J. F. 1; Navarro l., E. R1.; Gil V., I.1 1Universidad Autónoma Chapingo. Km 38.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Chapingo, Estado de México.IntroducciónLa familia Orchidaceae constituye uno de los grupos de plantas más diversos con alrededorde 25, 000 especies a nivel mundial (Dressler, 2005). Se distribuye en todos los continentes(excepto la Antártida), y su mayor diversidad se concentra en las regiones tropicales(Salazar, 2013). En México ésta familia ocupa el tercer lugar con alrededor de 1260especies y 170 géneros, de los cuales el 60% son epífitas (Soto et al., 2007). Losestados de Michoacán, Jalisco, Oaxaca, Chiapas y Veracruz albergan el mayor númerode especies de orquídeas, actualmente 196 se han incluido en la norma oficial vigenteNOM-ECOL-059-2011 en alguna categoría de riesgo (SEMARNAT, 2011), y se han extintoal menos 22 (Cox, 2013). La amenaza a la orquideoflora se ha dado por su gran variedadde usos, algunas especies de orquídeas han sido ampliamente utilizadas como medicinales,en la obtención de mucílagos para elaborar adhesivos, mordentes de pigmentos y en elarte plumario, e incluso como alimento en la elaboración de dulces. Dada su belleza ysu explotación comercial, estas plantas se han visto amenazadas por diferentes plagas yenfermedades, unas de las plagas más importantes son las escamas y los piojos harinosos(hemíptera, Coccoidea), las cuales causan graves daños económicos al succionar la saviade las plantas o al servir como vectores de enfermedades. El objetivo del presente trabajofue determinar qué especies de insectos escama afectan a plantas de orquídea y sussíntomas.Materiales y MétodosEl presente trabajo se realizó en el Orquidario de Preparatoria Agrícola de la UniversidadAutónoma Chapingo, Estado de México; localizada a una latitud de 2 250 m, en lascoordenadas geográficas de 19°29’ de Latitud Norte y 98°53’ Longitud Oeste. Se utilizaronplantas de diferentes especies de orquídeas presentes en el Orquidario de PreparatoriaAgrícola UACh, entre las que destacan Epidemdrum sp., Oncydium sp., Rhynchostelle sp.,Laelia sp., también se muestrearon todas las plantas presentes en ésta área, (incluyendoa aquellas que no son orquídeas ya que podrían ser una forma de diseminación al serhospederas). Aquellas plantas que se encontraron siendo atacadas por escamas sesepararon para poder identificar los síntomas, los ejemplares de escamas presentes enestas plantas se colectaron con la ayuda de una aguja de disección y de una lupa, loscoccidos se colectaron de manera directa, mientras que a los diaspididos se les retirar elescudo y solo se colectó el insecto que permanecía resguardado por el escudo. 3.4.Elaboración de preparación permanente para identificación. Las muestras de coccoideosse montaron en preparaciones permanentes de acuerdo a la técnica en bálsamo deCanadá para cocoideos descrita por Hamon y Kosztarab (1979 ) usada y modificada porSolís (1998).Sesión de carteles 551

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017ResultadosLas especies identificadas fueron Diaspis boisduvalii en P. citrina y LC. ʻJulietaʼ;Chrysophalus dictyospermi en L. autumnalis y Hemiberlesia cyanophylli en E. hamburyitodas estas pertenecientes a la familia Diaspididae. Así mismo se identificó a Saissetiaoleae en albaca (Ocimum basilicum), Coccus hesperidum en Epidendrum citrosmum yPulvinaria sp., en Rhynchostele maculata, todas estas pertenecientes a la familia Coccidae.Las especies de mayor importancia económica por su distribución, rango de hospederosy daños fueron Diaspis boisduvalii y Pulvinaria sp.ConclusiónSe encontraron dos familias; Diaspididae y Coccidae. De la familia Diaspididae seobtuvieron tres especies: Diaspis boisduvalii, Chrysomphalus dictyospermi y hemiberlesiacyanophylli. De la familia Coccidae se encontraron dos especies y un género: Saissetiaoleae, Coccus hesperidum y Pulvinaria sp. De las especies que se encontraron la másimportante es Diaspis boisduvalii, debido a su amplia gama de hospederos, por otro ladoel insecto del género pulvinaria causó daños irreversibles, en poco tiempo, ya que matótotalmente a su huésped. Se considera que es necesario revisar minuciosamente todaslas plantas que entran al orquidario, ya que podrían ser portadoras de insectos escamaque pueden dañar a las orquídeas.Literatura CitadaCox, T. L. D. 2013. Orquídeas: Importancia y uso en México. Bioagrociencias 6: 4-7.Dressler, R. L. 2005. How many orchid species?. Selbyana 26: 155-158.Salazar, G. A. 2013. Orquídeas del pedregal. Diversidad biológica e inventarios 6(2): 153-170.Mckenzie, L. H. 1956. The armored scale insects of California. Bulletin of the California insect survey. 5, p 209.Soto, M.A.; Hágsater, R.; Jiménez, G. A.; Salazar, R.; Solano, R.; Flores, E. I. 2007. Las orquídeas de México: catálogo digital. Instituto Chinoin, A.C., México, D.F.Williams, D. J.; Watson, G. W. 1990. The escale insects of the Tropical South Pacific Region. Part 3: The soft scales (Coccidae) and other families. CAB International Institute of Entomology, Wallingford, Oxon, UK. P 267.Williams, M. L.; Kosztarab, M. 1972. The insects of Virginia No. 5. Morphology and systematics of the coccidae of Virginia. Research division bulletin 74 Virginia Polytechnic Institute and State University.Zimmerman E. C. 1948. Insects of Hawaii. Volumen 5: Homoptera: Sternorhyncha. UPH. p 347.Sesión de carteles 552

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 CAPACIDAD FISIOLÓGICA DE SOLUBILIZACIÓN DE FOSFATO INORGÁNICO EN DIFERENTES AISLAMIENTOS BACTERIANOS DE SUELOS INTERÉS FORRAJERO. Perea C., R., A.1; Barrera J., I.1; Tarín R., J., M.1; Sánchez R., J., L.1 Universidad Autónoma Metropolitana. Calzada del Hueso 1100 Villa Quietud Coyoacán D.F. CP: 09460. México. Email. [email protected] bien muchos géneros bacterianos presentan capacidad para solubilizar fósforo inorgánico,es de particular interés detectar esta habilidad en grupos que tengan otras propiedadesde promoción de crecimiento vegetal. Existen diferentes métodos para seleccionarmicroorganismos solubilizadores de compuestos de fósforo inorgánico aislados del suelo.Los distintos criterios presentan sus ventajas y desventajas. Gyaneshwar y col (2002)determinaron que es mejor adoptar técnicas de selección de cepas a partir de ensayosque reflejen la capacidad amortiguadora de pH del suelo y por lo tanto serían válidossólo aquellos métodos que incorporen soluciones tamponadas a los medios de cultivo.Sobre la base de los antecedentes enunciados se plantea la siguiente hipótesis de trabajo:numerosos géneros bacterianos del suelo, entre ellos el género Bradyrhizobiumampliamente estudiado en función de su capacidad para fijar nitrógeno, solubilizancompuestos de fósforo inorgánico.Materiales y MetodosDeterminación de las características de los suelos, del número de microflora total: Setomaron muestras de suelos agrícolas del Mesquital del Oro, Hidalgo. Se determinó: pH;C orgánico total; N total y fósforo. Se determinó el número de microflora de los suelospor diluciones decimales y siembra en placa de Petri, se cuantificó las bacterias con latécnica de diluciones y siembra en medio agar nutritivo con cicloheximida (100 mg L-1) ypara hongos se utilizó el medio Martin (1950) (pH 5) con la incorporación de rifampicina(40 mg L-1). Se obtuvieron 250 aislamientos del género Bradyrhizobium por purificación apartir de nódulos de plantas de alfalfa (Gómez 2001). Determinación de la solubilizaciónde fósforo: Se determinó el número de bacterias y de hongos solubilizadores por gramode suelo de manera similar a la descrita para número de la microflora y utilizando elmedio NBRIP. Las cajas se incubaron a 28ºC /7 días hasta la aparición de halos. Seseleccionaron las colonias solubilizadoras. Se sembraron 10 µL de cada cultivo incubadas11 días/28ºC hasta observar halo, se aislaron las que mostraban halos mayores a los 4mm. De la misma manera, se evaluó la capacidad para solubilizar fósforo inorgánico. ElpH final del medio tamponado era igual a 9 (Gyaneshwar et al. 1998). Se realizaron dosrepeticiones por cepa y se dejaron dos testigos sin inocular a los 9 días de incubaciónse tomó alícuota de 2 mL, se centrifugó a 10000 rpm durante 12 minutos para sedimentarlas bacterias y el fósforo inorgánico. Se midió en el sobrenadante el pH y el fósforosoluble con espectrofotómetro a 620 nm (Murphy & Riley 1962). Análisis estadístico delos datos: Se realizó el análisis DMS ó LSD para comparar número de la microflora, debacterias, de hongos y para establecer si existen diferencias entre la capacidad de lascepas para solubilizar fósforo en medio líquido (Steel & Torrie 1997).Resultados y DiscusionSe obtuvieron 10 aislamientos bacterianos solubilizadores de fosfato, con halos entre4 mm y 15 mm, mayores a los encontrados por Nautiyal (1999). Los valoresmedios observados por gramo de suelo seco fueron de 5.1 106 UFC bacterianas,siendo 3.0x103 solubilizadoras de fosfato (0.06% del total) mientras que el valormedio de hongos totales fue 3.3x104, siendo 3.2x103 solubilizadores (9.70% delSesión de carteles 553

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017total), De los 250 aislamientos de Bradyrhizobium sp., solo 4 mostraron capacidadde solubilización de fosfato y en medio sólido los halos no superaron los 5 mm.No se encontraron diferencias significativas entre el número de bacterias solubilizadorasde los diferentes suelos (p< 0.05). En cambio se diferenció estadísticamente (p<0.05) en el suelo debido al mayor número de hongos solubilizadores. Lascaracterísticas físicas y químicas de los suelos estudiados fueron similares. Elnúmero de microorganismos solubilizadores está influenciado por el tipo de suelo ylos cultivos, más que por las características físicas y químicas del mismo. Kucey(1983) afirma que un medio de cultivo con fuentes carbonadas excluye a aquellosorganismos solubilizadores de fosfato que no utilicen eficientemente los carbohidratos.Por lo tanto, se deduce que en los suelos estudiados en este trabajo no sehallaron diferencias en el número de microorganismos solubilizadores probablementeporque en la determinación del número de organismos solubilizadores se utilizó unmedio con glucosa como fuente carbonada. Es para destacar que se observómayor habilidad para solubilizar fosfato tricálcico en los hongos con respecto a lasbacterias. Estos resultados demuestran que bacterias de los géneros Bradyrhizobiumy Rhizobium podrían ser efectivas para aumentar la producción en plantas no-leguminosas.ConclusionesFinalmente, los resultados de este trabajo demostraron la existencia de aislamientos debacterias del suelo y de Bradyrhizobium sp., con diferente capacidad solubilizadora defósforo inorgánico. La identificación de estas bacterias seleccionadas y su aplicación enensayos directamente en el suelo, permitirá avanzar en el estudio de las mismas comopotenciales herramientas de inoculación en los suelos con deficiencias de fósforo.BibliografíaDe freitas J R, Banerjee M R, Germida J J. 1997. Phosphate-solubilizing rhizobacteria enhance the growth and yield but not phosphorus uptake of canola (Brassica napus L.). Biol. Fertil. Soils 24:358-364.Gómez M A. 2001. Isolement des souches a partir de nodosites de legumineuses (p.: 19). En: Diversité génétique des Bradyrhizobia nodulant le soja et mécanismes potentiellement impliqués. Tesis Doctor de la Université de Bourgogne. France, 153 p.Gyaneshwar P, Naresh K G, Parekh L J. 1998. Effect of buffering on the phosphate- solubilizing ability of microorganisms. World J. Microbiol. Biotech. 14:669-673.Gyaneshwar P, Naresh Kumar G, Parekh L J, Poole P S. 2002. Role of soil microorganisms in improving P nutrition of plants. Plant Soil. 245:83-93.Kucey R M N. 1983. Phosphate solubilizing bacteria and fungi in various cultivated and virgin Alberta soils. Can. J. Soil Sci. 63:671-678.Murphy J, Riley J P. 1962. A modified single solution method for the determination of phosphate in natural waters. Anal Chim. Acta, 27:31-36.Nautiyal C S. 1999. An efficient microbiological growth medium for screening phosphate solubilizing microorganisms. FEMS Microbiol. Lett. 170:265-270.Steel R, Torrie J. 1997. Análisis de la Varianza I. (p.: 132-134). En: Bioestadística: principios y procedimientos. Segunda edición. Ed. McGraw Hill, México, 622 p.Sesión de carteles 554

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 COMPARACIÓN DE DOS EQUIPOS PARA MEDIR EMISIONES DE CO2 EN SUELOS FORESTALES Y AGRÍCOLAS DEL MONTE TLÁLOC, SIERRA NEVADA García O., A.1; Almaraz S., J.J.2; González M., A.2; Cerdán C., C.R.1; Sánchez V., G.1; 1Universidad Veracruzana, Circuito Gonzalo Aguirre Beltrán s/n. Zona Universitaria C.P. 91000, Xalapa, Veracruz, México. 2Colegio de Postgraduados, Campus Montecillo. Km 36.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Montecillo, Texcoco, Estado de México.IntroducciónLos bosques cubren el 29 % de la superficie terrestre, resguardan hasta un 60 % delcarbono total en la vegetación de la tierra y un 36 % del carbono total almacenado enel suelo (1500 Pg). En los bosques naturales el carbono está en equilibrio, pero cuandoocurre una deforestación ese equilibrio es afectado con la consecuente pérdida de carbono(Robert, 2002). La conversión de los bosques a áreas agrícolas es una de las principalesactividades emisoras de gases de efecto invernadero (GEI). Este cambio de uso de sueloincrementa la erosión del suelo y aumenta la tasa de descomposición de la fracciónorgánica creando un aumento en el flujo de CO2 (Fuentes, 2011). El CO2 es un GEIque se libera a la atmósfera debido a factores como la quema de combustibles fósiles yla deforestación, provocando el calentamiento global del planeta (Bravo, 2008). Existenvarios métodos para medir flujos de CO2, con grandes diferencias de precisión (Rochette,2011). Igualmente, los costos varían, por lo que este trabajo tuvo la finalidad de compararun analizador de gases Ciras III, marca PPSystem y un medidor Telaire marca EspectrumTechnologies en la medición de emisiones de CO2 en diferentes usos de suelo.Materiales y MétodosEl trabajo se realizó al Norte de la Sierra Nevada, ubicada en el Monte Tláloc, dentrodel área forestal del ejido de San Pablo Ixayoc, Texcoco, Estado de México, localizadoentre las coordenadas 19° 26’ 51’’ latitud norte y 98° 46’16’’ longitud oeste, y a unaaltitud de 2900 msnm. El área experimental incluyó tres sitios con diferentes usos delsuelo: bosque de encino, plantación forestal y cultivo de maíz. Se establecieron 12parcelas por cada sitio experimental, donde se establecieron cuadros de 60 x 60 cm, loscuales se dejaron libres de hojarasca; teniendo un total de 36 unidades experimentales.En los cuadros se midió el flujo de CO2 utilizando el método de la cámara dinámicacerrada (CDC) con dos equipos: un analizador de gases PPSystem y un medidor digitalTelaire de Espectrum Technologies. Se midió la temperatura con un termómetro HI 145y la humedad con un medidor TDR modelo Spectrum Technologies. Para determinar elcarbono se colectaron muestras de suelo con un cilindro de 6 cm de largo y 5 cm dediámetro y se secaron bajo sombra, el carbono se determinó por el método de combustiónseca en un analizador de carbono, cuyos valores se transformaron a toneladas porhectárea.Resultados y DiscusiónLos datos monitoreados de CO2 mediante los dos equipos no mostraron diferenciasestadísticas significativas en el cultivo agrícola y en el bosque de encino, pero si en laplantación de pino (Cuadro 1). Numéricamente se encontró mayor emisión de CO2 en elsuelo de uso agrícola con 2.3 (Ciras 3 PPSystem) y 2.4 µmoles m2 seg-1 (Telaire), lasemisiones más bajas fueron obtenidas en la plantación de pino, siendo de 2.1 y 1.5µmoles m2 seg-1 para cada equipo, respectivamente. Los análisis de regresión mostraronuna R2 de 0.67 en los tres ecosistemas lo cual indica que los valores obtenidos con losdos equipos siguen comportamientos similares. El medidor Telaire subestimó entre 9.5 ySesión de carteles 555

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 201740 % los flujos de CO2 en encino y pino respecto al Ciras 3 PPSystem, sobreestimandoun 4 % en el cultivo agrícola. El método de la CDC puede subestimar la emisión delCO2 hasta un 21 % y sobreestimar hasta un 33 %, dependiendo de los tipos de cámarasy los métodos. Generalmente se usan analizadores de gases infrarrojo, como lo utilizadoen este trabajo, y que han demostrado ser confiables en las estimaciones de flujos deCO2 en suelo (Janssens y Ceulemans, 1998).La temperatura y la humedad de las tres áreas de estudio fueron diferentes. La temperaturaambiente fue más alta en el sitio agrícola (14.8-26 °C) respecto al ecosistema de pino(12.1-14.7 °C) y encino (12.7-14.8 °C). El comportamiento de la temperatura del suelofluctuó entre 8-16 °C en el área agrícola, entre 9-11.4 °C en pino y entre 9.1-10.7 °Cen encino. La mayor humedad en suelo (14-24.5 %) se presentó en el sitio agrícolaseguido por el bosque de pino (4.2-17.9 %) y encino (7.7-19.7 %). La cantidad de carbonoen suelo en el sitio de encino fue de 148 t ha-1, siendo más alta comparado con elbosque de pino y el sitio agrícola, los cuales presentaron 69 y 59 t C ha-1, respectivamente.Adicionalmente, el bosque de encino y pino presentaron una capa de mantillo, cuyosvalores de carbono fueron de 3 y 2 t ha-1, respectivamente. Al comparar el carbono dela plantación de pinos con el área agrícola se estimó que la reconversión de uso agrícolaa forestal tuvo una ganancia de carbono de 17 % durante un periodo de 25 años.Cuadro 1. Prueba de t student y valor de significancia para la comparación de los flujosde CO2 (µmoles m2 seg-1) medidos con el analizador Ciras 3 PPSystem y el medidorTelaire en las tres áreas de estudio en el Monte Tláloc.Uso de suelo Ciras 3 Telaire t student Pr > tAgrícola 2.3 2.4 0.38 0.7 3.03 0.02Pino 2.1 1.5 1.13 0.3 1.39 0.17Encino 2.3 2.1Todos 2.2 2.0La comparación es por pares Ciras VS Telaire.ConclusionesEl medidor Telaire de Espectrum Technologies tiene buena estimación de los flujos deCO2 en comparación con el Ciras 3 PPSystem con la ventaja de ser más barato, estopuede ser muy útil si se tiene poco recurso y no se puede adquirir un analizador degases infrarrojo. La emisión de CO2 obtenida en los ecosistemas forestales fueestadísticamente similar a las emisiones en el ecosistema agrícola. No existe variaciónsignificativa en las emisiones de CO2 entre el medidor Telaire de Espectrum Technologiesy el analizador de gases PPSystem.Literatura CitadaBravo, J.V. 2008. Captura y almacenamiento de dióxido de carbono. Academia de ingeniería, A.C.Fuentes, J.A. 2011. Soil carbon dioxide flux and organic carbon content: effects of tillage and nitrogen fertilization. Soil Sci. Soc. Am. J. (75): 1874-1884.Rochette, P. 2011. Towards a standard non-steady-state chamber methodology for measuring soil N2O emissions. Animal Feed Science and Technology, 141-146.Janssens, I.A., Ceulemans, R., 1998. Spatial variability in forest Soil and Land Survey Handbook Series, vol. 4. CSIRO Australia.Sesión de carteles 556

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017 IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA, ANATÓMICA Y MOLECULAR DE DOS HONGOS SILVESTRES ECTOMICORRÍZICOS ASOCIADOS CON EL ÁRBOL DE NAVIDAD MEXICANO Pinus ayacahuite Ehrenb. Ex Schltdl. Carrera-Martínez, A.1,2; Ríos-García, U.1,2.; Cardoso-Villanueva, M.2.; Arteaga-León C.2; Velasco-Velasco, V.1; Martínez-Reyes, M. 2; Pérez-Moreno, J.2 1Instituto Tecnológico del Valle de Oaxaca. Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. 71233. México. 2Colegio de Postgraduados, Campus Montecillo. Km 36.5 Carretera México-Texcoco. 56230, Montecillo, Texcoco, Estado de México. correo-e: [email protected]ónMéxico cuenta con 72 taxa de pinos, 55% de los cuales son endémicos. En el país seconsumen alrededor de 1,700,000 árboles de Navidad anualmente, principalmente Pinusayacahuite especie nativa de México. Su producción favorece su conservación y es unaalternativa para el desarrollo sustentable, puesto que posee una gran demanda en elmercado nacional e internacional, generando alternativas económicas y competitivas paralos productores. Las plantaciones de árboles de navidad contribuyen en la conservacióndel hábitat (referido a alimentación, abrigo, sitio reproductivo y generación de microclimasespecíficos) para un gran número de especies asociadas de fauna, flora, hongos, etc.que, a su vez, coadyuvan a mitigar los efectos del cambio climático. P. ayacahuiterequiere de manera obligada del establecimiento de la simbiosis ectomicorrízica en susraíces, la cual es importante para su nutrición, crecimiento y desarrollo; facilitando lacaptación de nutrientes poco móviles en suelos con bajas condiciones de fertilidad;proporcionando resistencia a las enfermedades, estrés hídrico y a la contaminación. Sinembargo, los estudios de los micobiontes ectomicorrízicos asociados con dicho pino deenorme importancia económica y ambiental, son escasos. En el presente trabajo seidentificaron y describieron morfológica, anatómica y molecularmente dos especies dehongos asociadas con las raíces de P. ayacahuite formando ectomicorrizas.Materiales y MétodosLa presente investigación se realizó en el Colegio de Postgraduados, estado de México,el bioensayo fue montado en el año 2010. Se recolectaron semillas de Pinus ayacahuite,provenientes de dos comunidades: i) bosque natural de la zona del Cofre de Perote,Veracruz, México; y ii) Toluca, estado de México. Para la preparación de inóculo, seemplearon esporomas, los cuales fueron identificados, deshidratados a 35 °C ypulverizados; se aplicó de 106 a 108 esporas por planta y 30% de suelo forestal entubetes de 125 cm3 denominado inóculo nativo, colectado de los horizontes de fermentación(F) y orgánico (O), provenientes de un rodal de 15 años de edad, de P. ayacahuiteubicado en la localidad de San Pablo Ixayoc, Municipio de Texcoco, en la Sierra Nevada,México. La siembra de semillas de P. ayahuite se efectuó en charolas de germinación,una vez germinadas las plántulas, se trasplantaron en unidades experimentales llamadasmicrocosmos, con inóculo ectomicorrízico (ECM) y suelo forestal nativo, en las proporcionesseñaladas anteriormente. Después de seis años se efectuó un análisis de las raíces delas plantas crecidas en esta condición, se identificó macro, micromorfológica ymolecularmente a los hongos que establecieron simbiosis más abundantemente con lasplantas, según Deemy (2015). El diseño experimental fue completamente al azar, con 4Sesión de carteles 557

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017tratamientos, 16 repeticiones dando un total de 64 unidades experimentales, se efectuóun análisis de varianza y pruebas de comparación de medias de Tukey (p=0.05).Resultados y DiscusiónSe identificaron los micobiontes más abundantes asociados con las raíces de P. ayacahuite.Estos fueron: i) Hebeloma alpinum, tipo de ramificación ausente, dicotómica y raramentetetrapodial, la forma de las puntas no ramificadas fueron rectas con terminacionescilíndricas, sin rizomorfos. En etapa temprana posee una coloración café, siendo másoscura la base de la punta, con el tiempo se torna café oscuro y la punta se vuelveblanca. Manto plectenquimatoso con superficie lisa. Hifas emanantes abundantes, de colorblanco; ii) Wilcoxina mikolae, sistema micorrízico monopodial o dicotómico y raramentecoraloide. Las terminaciones no ramificadas son rectas. Las puntas son cilíndricas de colorblanco translúcido o café claro. El manto siempre es muy laxo y delgado, permitiendo verla superficie de la raíz, con organización plectenquimatosa según Deemy (2015); hifascortas, de café oscuro a negro que producen un micelio externo laxo de apariencialanosa. Se pueden producir rizomorfos delgados y oscuros, coincidiendo de acuerdo conGaribay et al., (2013).Cuadro 1. Porcentajes de homología y comparación en GenBank de los dos micobiontesasociados con Pinus ayacahuite. Especie Homología en GenBank con Acceso a GenBank Procedencia los micobiontes MexicanosHebeloma KF309411.1 Suiza alpinum 99% Hebeloma alpinum JN943865.1 Islandia KT071016.1 EslovaquiaWilcoxina mikolae 98 % Wilcoxina mikolae JQ310817.1 HQ406818.1 USA LC029799.1 Lituania Japón: HokkaidoConclusionesSe registra la asociación ectomicorrízica de los micobiontes con P. ayacahuite de seisaños de edad, a través de una caracterización morfológica, anatómica y molecular,comparados a través de un alineamiento en GenBank encontrando resultados de homologíaal 99 % para Hebeloma alpinum, y 98 % para Wilcoxina mikolae. Este estudio constituyeuno de los pocos que reportan los micobiontes asociados con el pino de navidad mexicano.Se agradece el apoyo del Proyecto CONACyT 246674.Literatura CitadaDeemy. 2015. An information system for characterization and determination of Ectomycorrhizae. Universität München, Munich, Germany.Garibay, O. R.; Morales, M. E.; Domínguez, G. M.; Flores, G. A. 2013. Caracterización morfológica y genética de las ectomicorrizas formadas entre Pinus montezumae y los hongos presentes en los bancos de esporas en la Faja Volcánica Transmexicana. Revista Mexicana de Biodiversidad. 84: 153-169.Sesión de carteles 558

V Congreso Internacional y XIX Congreso Nacional de Ciencias Agronómicas 25 al 28 de abril de 2017AVANCES DE LA CARACTERIZACIÓN MORFOLÓGICA DE 196 ACCESIONES DE JITOMATE SILVESTRE (Solanum sp) DEL SUR DE MEXICO Alarcón C., N. 1-, Legaria S., J. P.1- 1 Instituto de Horticultura. Universidad Autónoma Chapingo. Km 38.5 Carretera México- Texcoco, 56230, Chapingo, Estado de México. Correo e: [email protected]ónEl jitomate es la hortaliza más importante en el mundo, constituyendo el 30% de laproducción hortícola, con alrededor de 4, 803,680 hectáreas sembradas y 161.79 millonestoneladas de frutos cosechados (FAO). Según Miller y Tanksley (1990) la mayor diversidaddel jitomate se encuentra en las especies silvestres, que presentan variabilidad en lascaracterísticas de calidad de fruto como: sabor, aroma, color y textura. Por otro lado, lacomunidad científica puntualiza el problema de la falta de investigación en la caracterizaciónmorfológica y evaluación agronómica de las colecciones de germoplasma, debido a laimportancia de este tipo de investigaciones en los programas de mejoramiento genéticode plantas. Consecuentemente, la conservación y colecta de los recursos fitogenéticos sinque esté acompañada de la información sobre sus características, convierte a lascolecciones en simples depósitos de materiales, sin mayor utilidad (Tabaré y Barretta,2001). Una vez que los recursos fitogenéticos disponibles han sido caracterizados, esposible decidir cuales serian los cruzamientos que más contribuirán a la expansión de labase genética Florido et al., (2002). Por lo tanto, a través de este estudio se pretendeexponer un avance de la caracterización de introducciones silvestres de jitomate, con elpropósito de seleccionar genotipos, que sirvan en los programas de mejoramiento genéticodel jitomate cultivado.Materiales y MétodosEl ensayo se lleva a cabo en la Universidad Autónoma Chapingo bajo condiciones deinvernadero. Se emplearon en esta primera etapa 113 accesiones de jitomate silvestre deltotal de las 196. Para la caracterizacion morfológica, se seleccionaron descriptorespropuestos por Bioversity International para el jitomate, tal como se decribe en el Cuadro1. El diseño experimental correspondio al completamente al azar, con 10 repeticiones.Obtenidos los datos se llevaron a una matriz de Excel, a partir de alli se realizaronanálisis de varianza para cada una de las variables evaluadas; las variables con diferenciasestadisticas (P ≤ 0,05) se llevaron a pruebas comparativas por medio de la prueba deTukey a través del programa estadístico SAS (SAS Institute, Cary NC).Cuadro 1. Lista de descriptores parciales seleccionados en la caracterización morfológica.Órgano Carácter cualitativo Carácter cuantitativoPlanta Tipo de crecimiento de la planta AlturaFruto Forma predominante del fruto Color del fruto maduro Diámetro del fruto Longitud del fruto Número de frutos Peso del fruto Rendimiento total por cosechaResultados y DiscusiónEl color del fruto y la forma presentó diferencias significativas entre las accesiones. Paraesta variable, el color rojo en el exterior del fruto maduro se observó diferencias en susSesión de carteles 559